SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.60 issue4Length-weight relationships for 36 freshwater fish species from two tropical reservoirs: Ayamé I and Buyo, Côte d’IvoireFood and reproductive biology of Farlowella vittata (Siluriformes: Loricariidae) in Güejar River Basin, Orinoco, Colombia author indexsubject indexarticles search
Home Pagealphabetic serial listing  

Revista de Biología Tropical

On-line version ISSN 0034-7744

Rev. biol. trop vol.60 n.4 San José Dec. 2012

 

Histología del ciclo reproductor de hembras del pejelagarto Atractosteus tropicus (Lepisosteiformes: Lepisosteidae) enTabasco, México

Otilio Méndez-Marin1*, Arlette Amalia Hernández Franyutti1, Carlos Alfonso Álvarez-González1, Wilfrido Miguel Contreras-Sánchez1  & Mari Carmen Uribe Aranzábal2*


*Dirección para correspondencia


Abstract

Histology of reproductive cycle of tropical gar Atractosteus tropicus females (Lepisosteiformes: Lepisosteidae) in Tabasco, Mexico. In Southeast Mexico, A. tropicus is a species with great ecological, economic, cultural and aquaculture value, however wild populations have diminished due to diverse anthropological causes. The objective of this study was to characterize the reproductive cycle of A. tropicus, with a description of complete gonad structure and the changes in germinal and somatic  elements during oogenesis, for better management and use of this species. Six sexually mature females (N=72) were captured monthly with drag nets during one year cycle (October 2003-October 2004) in wild populations of Pomposu lagoon, municipality of Jalpa de Mendez, Tabasco, Mexico. Females were sacrificed by decapitation and the ovaries were processed by standard histological methods; the diameter of 10-20 oocytes taken at random was determined in different stages of development. Gonadosmatic index (GSI), gonadal volume (gV) and follicule diameter (fD) were determined monthly. Among results we could determine eight oogenesis developmental stages: I: chromatin nucleolus stage, II: early perinucleolus stage, III: mid perinucleolus stage, IV: advanced perinucleolus stage, V: early vitellogenesis stage, VI: mid vitellogenesis stage, VII) advanced vitellogenesis stage and VIII: final maturation stage. The reproductive cycle could be divided in four phases: I: proliferative phase, II: initial maturation phase, III: late maturation phase, IV: regressing phase. Analysis of the data obtained from the IGS, gV and fD values, oogenesis stages and reproductive phases, indicate that in December previtellogenesis phase restarts, from March through July yolk deposition (vitellogenesis) occurs, and from August to November the maximum reproductive activity takes place. Contrasting this pattern with local environmental factors such as temperature and precipitation, we suggested that these may serve as an environmental activator in the development of oogenesis and spawning of this species.

Key words: Atractosteus tropicus, reproduction, ovary, previtellogenesis, vitellogenesis, follicle.


 Resumen

En  el sureste de México A. tropicus es  una especie de gran importancia ecológica, económica, cultural y para acuicultura, sin  embargo, sus poblaciones silvestres han disminuido a causa de diversas actividades antropogénicas, por lo que se caracterizó el ciclo reproductor de A. tropicus, a partir de los cambios en los elementos germinales y somáticos durante la ovogénesis y la estructura de toda la gónada, información valiosa para el mejor manejo y aprovechamiento de la especie. Mensualmente se  capturaron con redes de arrastres, seis hembras sexualmente maduras (N=72),  durante  un ciclo anual (octubre  2003-septiembre 2004), en poblaciones silvestres de la laguna de Pomposu del municipio de Jalpa de Méndez; Tabasco, México. Las hembras fueron sacrificadas por decapitación y los ovarios se  procesaron por métodos histológicos  convencionales, se  determinó  el  diámetro  entre  10-20  ovocitos  en  los diferentes  estadios  de  desarrollo  al  azar.  Se  determinó mensualmente el índice  gonadosomático (IGS), volumen gonadal (gV) y el diámetro del folículo (fD). Además, se identificaron ocho estadios de desarrollo de la ovogénesis: I: cromatina nucléolo, II: perinucléolo temprano, III: perinucléolo avanzado, IV: alvéolos corticales, V: vitelogénesis temprana,  VI:  vitelogénesis   media,  VII:  vitelogénesis avanzada, VIII:  maduración final. El ciclo reproductor la constituye  cuatro  clases:  I.-Proliferativa,  II.-Maduración inicial,  III.-Maduración   tardía,  IV.-Regresión-proliferación. El análisis de la información obtenida de los valores encontrados del IGS, gV, fD, estadios de la ovogénesis y clases reproductivas, indican que en diciembre se reinicia el crecimiento de los folículos (previtelogenesis), de marzo-julio se presenta la captación del vitelo (vitelogenesis) y en agosto-noviembre  se presenta la máxima actividad reproductora,  al  contrastar  este  patrón  con  los  factores ambientales  (temperatura,  precipitación)  se  sugiere  que estos pueden  funcionar como un gatillo ambiental, en el desarrollo de la ovogénesis y el desove.

Palabras clave: Atractosteus tropicus, reproducción, ovario, previtelogénesis, vitelogénesis, folículo. 



Una de las pesquerías artesanales de gran importancia en el Estado de Tabasco, México, es la del pejelagarto A. tropicus, sin embargo, sus volúmenes de captura han disminuido y están sostenidos por los municipios de Macuspana, Centla y Jonuta (Márquez et al. 2003). Las causas de esta disminución son variadas, como pueden ser, la desaparición de las zonas de desoves, los cambios en los volúmenes de agua y dirección de los ríos, la contaminación generada por las ciudades y por la industria, así como la pesca indiscriminada y la falta de una temporada reglamentada de captura y veda. Diversos investigadores han generado información sobre la especie (Páramo 1982, Reséndez & Salvadores 1983, Alemán & Contreras-Sánchez 1987, Contreras-Sánchez & Alemán 1987, Gómez 1987, Chávez et al. 1989, Gómez 1989, Contreras-Sánchez 1990, Maldonado & Ponce 1991, Pineda 1991, Márquez et al. 1994, Mora et al. 1997, Márquez 1998, Arias et al. 2009), que señalan aspectos de gran importancia ecológica, biológica, genética, de acuicultura y reproductivos, sin embargo, los estudios sobre fisiología reproductiva son escasos. Uno de los estudios es el de Pérez (1995) que llevó a cabo la inducción de la maduración en machos con gonadotropina coriónica humana (CGH), para promover la maduración con la dosis empleada (2500 UI y 3500 UI), pero sin inducir la espermiación; asimismo, Pérez & Páramo (1998) señalan que esta especie presenta un desarrollo ovárico sincrónico en una escala de cinco estadios en ambos sexos y el índice gonadosomático en machos no es un indicador de la madurez gonádica a nivel macroscópico, no siendo así en el caso de las hembras.

Por su parte, Márquez et al. (2003) a fin de determinar el grado de madurez de las gónadas del pejelagarto en la reserva de la biosfera Pantanos de Centla, realizaron un estudio histológico del ovario y testículo, y señalaron que en abril la mayoría de las hembras se encontraban en proceso de previtelogénesis, seguido por el desarrollo ovárico en los dos meses siguientes y se notó un mayor número de hembras en fases de madurez gonádica en el mes de julio.

Los estudios anteriormente mencionados han generado descripciones importantes sobre la reproducción de la especie, basados en el ciclo de la ovogénesis. Sin embargo, Grier & Taylor (1998), consideran que es necesario generar una mejor interpretación del ciclo reproductor y caracterizar los cambios que ocurren en el epitelio germinal. Con el afán de alcanzar lo anterior, es necesario hacer uso y entendimiento de las estructuras que presentan las gónadas, para poder acercarse a una mejor interpretación de los aspectos reproductivos de la especie. Por tales razones, esta investigación tiene como finalidad conocer el estado de madurez, proceso y cambios estructurales de los órganos reproductores de hembras adultas de A. tropicus y sugerir su temporada reproductora. Con esta base, se apoyará un efectivo y adecuado manejo de la especie, así como del desarrollo de investigaciones futuras con fines acuícolas.

Materiales y Métodos

Captura y procesamiento de muestras: Entre octubre 2003-septiembre 2004, de poblaciones  silvestres  de  A.  tropicus  se  capturaron mensualmente, seis hembras sexualmente maduras (N=72). La recolecta fue realizada con redes de arrastres de 3cm de luz, con longitud de 50m y altura de 2.5m, con tres repeticiones al azar a lo largo de La laguna de Pomposú municipio de Jalpa de Méndez (18°19´59” N - 93°01´12” W), Tabasco, México.

Los organismos fueron eviscerados, se ubicaron las gónadas y fueron extraídas, el sexo fue identificado a partir de las características macroscópicas y microscópicas de la gónada. Se tomaron los siguientes datos morfométricos:  longitud  patrón  (Lp),  diámetro/eje mayor de gónada (a), diámetro/eje menor gónada (b) (±0.1cm), peso total (PT) y peso la gónada se deshidrataron en alcohol etílico 50°,  70°,  80°, 96°  y  100°,  se  aclararon  en alcohol 100°-xilol (50:50 vol/vol), xilol y se incluyeron en parafina (56-58°C). Se realizaron cortes de 7µm de espesor y se tiñeron con hematoxilina-eosina, tricrómica de Masson y ácido peryódico de Schiff (Humason 1979, Hinton 1990, Aguilar 1996).

Análisis del tejido gonadal: Se identificaron los estadios de desarrollo basados en Selman & Wallace (1981) y Wallace & Selman (1989), para lo cual se midieron a lo largo de cada gónada (sección anterior, media y posterior) una muestra aleatoria de ovocitos entre 10 y 20 por corte al mes, en los diferentes estadios de desarrollo, incluyendo las mediciones de los folículos ováricos más grandes; esto último con la finalidad de encontrar un patrón evidente del crecimiento de los ovocitos, que nos permitiera establecer el ciclo reproductor y su temporada de desove (Grier & Taylor, 1998). Para determinar la madurez gonádica a nivel macroscópico, se utilizó el índice gonadosomático IGS=PG/PT(100), y el volumen de la gónada gV=4/3pa2b (Hernández 2003).

Análisis estadístico: Para los análisis de los datos se aplicó el análisis de varianza de una vía a los valores mensuales de IGS, gV y fD, así como, la prueba a posteriori de Tukey para encontrar las diferencias entre meses usando los software estadísticos Statistica 8 y SigmaPlot 8.02 para Windows, dichas pruebas se  realizaron  con  un  valor  de  significancia de 0.05. Así mismo, se realizaron análisis de correlación entre Lp vs IGS, gV vs IGS, y se determinaron sus coeficientes de correlación.


Resultados

Estructuras  del  ovario:  Se  obtuvieron un total de 72 hembras a lo largo de todo el muestreo, con Lp  media=50.28cm (Cuadro 1). Los ovarios se localizaron a ambos lados de la cavidad abdominal, se encuentran sostenidos por el mesovario, tienen forma oval y elongada, el derecho más cefálico y el izquierdo más caudal, con un corto gonoducto que termina en el poro genital. Los ovarios son de tipo sacular, presentan un epitelio germinal permanente constituido por células germinales y prefoliculares con diferentes arreglos, en la superficie apical se observaron células somáticas cubicas o cilíndricas, que pueden ser ciliadas o secretoras  (caliciformes).  El  ovario  está  cubierto por una cápsula limitada por un epitelio plano simple que descansa sobre una delgada capa de tejido conjuntivo de la cual parten finos septos de fibras colágenas que comunican los vasos sanguíneos con el estroma ovárico, este último constituido por tejido adiposo. Debido al  crecimiento  de  células  germinales  se  forman lamelas ováricas hacia el lumen ovárico (Fig. 1A-D).

Estadios de la ovogénesis: Con base en el análisis histológico y las mediciones morfológicas de los cambios en las células germinales y somáticas, se dividió la ovogénesis en ochos estadios (Cuadro 2): Estadio I Cromatina Nucleólo (63.567±28.542µm): ovocito con núcleo redondo, excéntrico, con un nucléolo evidente y ovoplasma ligeramente basófilo. Pueden encontrarse aislados o en pequeños grupos (nidos) que se invaginan desde el epitelio germinal. Células foliculares planas comienzan a rodear a los ovocitos (Fig. 2A). Estadio II Perinucleólo  Temprano  (106.910±41.62µm): ovocitos de mayor tamaño que migran hacia el estroma ovárico, evidentes cromosomas plumosos  y  numerosos  nucléolos  se  distribuyen en el nucleoplasma. Ovoplasma finamente granular, fuertemente basófilo y presenta acúmulos de material citoplásmico adyacentes al núcleo (Nuage). Una capa sencilla de células foliculares planas rodean por completo al ovocito (Fig. 2B). Estadio III Perinucleólo Avanzado (238.840±22.28µm): aumenta el número de nucléolos y se disponen en la periferia de la membrana nuclear. El ovoplasma finamente granular, disminuye su basofilia. No presenta Nuage. Las células foliculares (granulosa) son planas y se define la teca (Fig. 2C). Estadio IV Alveolos Corticales (317.580±67.88µm): la envoltura nuclear ligeramente plegada y numerosos nucléolos grandes se observan adyacentes a esta. El ovoplasma finamente granular, con abundantes vacuolas lipídicas, alvéolos corticales se forman y rodean al núcleo. La zona pelúcida bien definida homogénea y acidófila. La granulosa está formada por una capa de células cúbicas y la teca más definida (Fig. 2D). Estadio V Vitelogenesis Temprana (487.365±46.82µm): el núcleo es grande y central. Ovoplasma con abundantes gotas lipídicas y gránulos de vitelo pequeños y esféricos, los cuales se dirigen de la membrana plasmática hacia la periferia del núcleo. La zona pelúcida se diferencia en dos zonas, una interna “Z1”y una externa “Z2”. La teca se observa muy delgada (Fig. 2E y F). Estadio VI. Vitelogénesis Intermedia (684.392±119.09µm): el ovocito aumenta su tamaño debido al vitelo acumulado, en la periferia presenta gránulos vitelinos pequeños, en la región media son redondos a ovales y en la región perinuclear son pequeños. La vesícula germinal está en posición central con pocos nucléolos. La zona pelúcida  incrementa su grosor, se define la zona interna “Z1”y la externa “Z2”. La granulosa es delgada y cúbica, la teca está claramente definida (Fig. 3A y B). Estadio VII Vitelogénesis Avanzada (1206.990±201.63µm): debido al número y tamaño de las plaquetas vitelinas incrementa el diámetro del ovocito. El núcleo se desplaza ligeramente hacia el extremo de la célula. Cerca de la membrana plasmática se observan alvéolos corticales. La “Z1”  muestra estriaciones, la “Z2”  se observa como un empaquetamiento de gránulos en disposición columnar. La granulosa formada por células planas y la teca con vasos sanguíneos (Fig. 3C y D). Estadio VIII Maduracion (2427.589±302.02µm): los ovocitos alcanzan su tamaño máximo. El núcleo se desplaza hacia la periferia. El vitelo que rodea al núcleo es de apariencia más compacta y los gránulos vitelinos son pequeños y finos. Alveólos corticales, en la membrana plasmática son claramente definidos. La capa interna “Z1” engrosada, la capa externa “Z2” presenta sólo un ligero incremento. La granulosa constituida por capa de células planas. En el polo animal, se observa una invaginación de la zona radiada y las células foliculares, forman el micrópilo (Fig. 3E y F).

Folículos post-ovulatorios: Ovocitos en estadio  VIII,  presentan  ruptura  del  folículo para ser liberados hacia la cavidad ovárica (ovulación) y dejan una cicatriz en el espacio ocupado, que presenta cambios morfológicos, clasificados en Estadio 1. Folículos post-ovulatorios tempranos: células de la teca proliferan y engrosan con apariencia fibrilar, la cavidad central irregular llena de secreciones, la granulosa  invade  la  luz,  como  pequeñas  vacuolas y la teca se distribuye en pequeños vasos sanguíneos (Fig. 4A). Estadio 2. Folículos postovulatorio avanzados: la cavidad folicular se reduce significativamente, la teca se engrosa y presenta células hipertrofiadas con núcleos pequeños basófilos, picnóticos y vasos sanguíneos con apariencia vacuolar, como de estroma ovárico (Fig. 4B).

Folículos atrésicos: La atresia folicular se observa en ovarios en previtelogénesis, vitelogénesis y son evidentes en ovarios con folículos post-ovulatorios. Se clasifican en Estadio α: células foliculares se vacuolizan y proliferan de manera irregular. La zona pelúcida se disocia y fragmenta, el ovoplasma con signos de vacuolización, células foliculares invaden el ovoplasma (Fig. 4C). Estadio β: células foliculares se hipertrofian, la zona pelúcida con mayor disociación, el folículo pierde su forma esférica y reduce su tamaño. La teca vascularizada forma pliegues o invaginaciones, hacia el interior del ovocito. El ovoplasma se observa reducido invadido por células foliculares y numerosas vacuolas (Fig. 4D).

Clases reproductivas en hembras: De acuerdo con las características y cambios observados en el epitelio germinal se identificaron cuatro clases reproductivas: Clase I Proliferativa avanzada (Fig. 5A): posterior a la reproducción el epitelio germinal se regenera, se observa continuo y delgado, debido a la multiplicación de nidos germinales y crecimiento de  ovocitos  previtelogénicos,  distribuidos  a todo lo largo. Los nidos germinales constituidos por ovogonias, ovocitos tempranos y células prefoliculares; conforme se desarrollan los ovocitos se invaginan hacia el estroma ovárico y se separan del nido rodeado por células foliculares (Fig. 2A y B), el epitelio germinal presenta un leve plegamiento. Clase II Maduración inicial (Fig. 1B y 5B): epitelio germinal continuo  con  un  engrosamiento,  constituido por abundantes nidos germinales (primarios) con ovogonias, y ovocitos en estadios I, II, III y IV, debido a esto el epitelio se pliega hacia la cavidad ovárica, formando lamelas ováricas, se pueden observar folículos en atresía y reducción del estroma. Clase III Maduración tardía (Fig. 5C): incremento de la altura del epitelio germinal y número de lamelas, lo que reduce el lumen de la cavidad ovárica. La disminución de la mitosis, indicado por escasos nidos primarios y secundarios a lo largo de todo el epitelio la caracterizan como un epitelio discontinuo y permanente. Se observan ovocitos en estadios V, VI, VII y VIII. Clase IV Regresión-Proliferativa temprana (Fig. 5D): epitelio germinal discontinuo y delgado, no presenta lamelas ováricas, constituido por folículos postovulatorios en desarrollo, son evidentes folículos en atresía. Se observan nidos germinales tempranos distribuidos discontinuamente en el epitelio, lo que sugiere inicio temprano de la mitosis. El estroma ovárico es grueso constituido por abundantes adipositos, presentan vasos sanguíneos.

Desarrollo ovárico: El desarrollo ovárico en A. tropicus es del tipo sincrónico, ya que durante la temporada de desove, presenta una sola población abundante de ovocitos en vitelogénesis “VIII” (Fig 5C), los cuales serán todos ovulados en un solo desove; posterior a este el epitelio germinal se regenera, se observa abundantes nidos germinales de ovocitos en crecimiento (Fig. 5D y A), no obstante, antes de la temporada reproductiva (agosto-noviembre) se pueden observar ovocitos previtelogenicos y vitelogénicos, lo que puede dar una apreciación errónea de un desarrollo asincrónico (Fig. 5B), sin embargo, los ovocitos vitelogénicos se encuentran en atresía, lo que sugiere que son residuos del desove anterior y serán todos reabsorbidos, posterior a esto el ovario se observa con desarrollo unimodal, condición que continuara hasta el desove.

Ciclo reproductor: Las clases reproductivas y los valores de IGS, gV y fD, señalan que A. tropicus tiene un ciclo estacional anual, donde la previtelogénesis inicia en diciembre (Fig. 6), indicada por un ligero incremento en el IGS y gV, debido a los primeros gránulos de vitelo (Fig. 7A y B). De marzo a julio se desarrolla la vitelogénesis, incrementa la captación y almacenamiento del vitelo exógeno y ocasionando el aumento en el IGS, gV y fD (Fig. 7A y B). Se observan variaciones de estos valores debido a que a nivel de población no todas las hembras presentan el mismo periodo de desarrollo. La máxima actividad reproductiva se presenta de agosto a noviembre, indicado por la disminución del IGS, Vg y la presencia de folículos postovulatorios (Fig. 7A y B).

El  análisis  de  relación  lineal  para  Lp vs    IGS    señala    la siguienteecuación LP=46.1424+0.9193*IGS (p<0.005) y para la relación  del  gV  con  respecto  al  IGS,  indica la ecuación gV=6189.98+53928.6*IGS (p<0.005), estos resultados muestran que existe una relación significativa entre estas variables, por lo que un aumento en la Lp con lleva a un aumento en IGS y un incremento en el gV (Fig. 8 A y B).

Discusión

El análisis de la estructura del ovario de A. tropicus nos permite sugerir la siguiente hipótesis: la morfología y fisiológica del ovario de A. tropicus presenta características que favorecen señalarle como un eslabón entre los peces más evolucionados y menos evolucionados, lo antes dicho se sustenta al comparar las características de los ovarios de otros peces primitivos,  como  los  salmones  y  esturiones que presentan ovarios compactos (gimnovarios), con los ovarios de A. tropicus que son del tipo cistovárico, dado que presentan una cavidad ovárica central, características señaladas para Actinopterygii más evolucionados; sin embargo, una condición contrastante a ésta, es la presencia de tejido adiposo en el estroma ovárico, lo que es una particularidad observada en organismos menos evolucionados como el esturión (Acipenser oxyrinchus), de la misma manera características anatómicas externas e internas, permiten remarcar a la especie como un pez primitivo, por sus aletas heterocerca, tipo de escama y la vejiga natatoria altamente vascularizada (Páramo 1982, Jamieson 1988, Takashima  &  Hibiya  1995,  Eenennaam  et al. 1998, Grier & Neidig 2000, Ravaglia & Maggese 2002).

Una característica que no había sido descrita para la familia de Lepisosteidae es la de presentar un epitelio germinal ciliado, con células  secretoras  dispersas.  En  este  sentido, la presencia de estos cilios sugieren una función motriz en el desplazamiento de los ovocitos maduros de la cavidad ovárica hacia el gonoducto, dado que la gónada no presenta tejido muscular que sugiera contracciones peristálticas que ayuden al desplazamiento de los ovocitos, como ha sido observado en Synbranchus  marmoratus  (Grier  2000,  Ravaglia & Maggese 2002). Por otra parte, la presencia de células secretoras en el epitelio germinal sugiere que durante la ovulación los ovocitos entran en contacto con estas células, las cuales los cubren con una sustancia mucilaginosa que ayuda a los huevos a adherirse a un sustrato una vez ovulado.

Es así que la ovogénesis es un proceso dinámico y cíclico en el ovario de A. tropicus, durante su desarrollo se pueden clasificar en ocho estadios (Grier 2000), donde se presentan características similares a otras especies, pero con algunas variantes, como en Centropomus undecimalis, Piaractus mesopotamicus y Gasterosteus aculeatus (Bayuelo & Sanz 2003, Camargo & Cruz-Landim 2003, Nejedli et al. 2004, Sokolowska & Kulczykowska 2006, Tuset et al. 2006), las cuales se observan en el arreglo de las estructuras que presentan en el ovocito (Nuage, alvéolos corticales, gotas lipídicas y células foliculares) y en los diferentes estadios en que se observan. En A. tropicus conforme maduran los ovocitos se muestra el desarrollo de las cubiertas que constituyen el folículo (folículogenesis). En los estadios (I, II y III) estas zonas son delgadas; conforme se desarrollan los ovocitos (estadios IV, V, VI, VII  y VIII)  incrementa  la  longitud  de  estas capas debido al arreglo de numerosas láminas verticales, que las clasifican en zona radiada externa, zona radiada interna 1 y zona radiada interna 2, además se notan los canales que la atraviesan  y  que  contienen  microfilamentos que están en contacto con la superficie del ovocito, estas zonas se asocian con el transporte de nutrientes e intercambio metabólico entre el folículo y el ovocito, se evidencia la formación de estas zonas al inicio de la vitelogénesis, como en Synbranchus marmoratus; A. tropicus en el estadio IV presenta estas capas bien definidas, sin embargo, no se observa la presencia de gránulos de vitelo, está condición puede deberse a que no está completamente desarrollada o a la falta de algún estímulo fisiológico, cabe señalar que los primeros gránulos de vitelo se observaron en el estadio V (Guraya 1986, Selman et al. 1993, Huaquín et al. 2002, Ravaglia & Maggese 2002).

La identificación de un epitelio germinal en  A.  tropicus,  se  ajusta  a  los  señalado  por Grier  & Taylor  (1998)  para  C.  undecimalis, donde  proponen  la  hipótesis  que  el  epitelio germinal en los peces es permanente, tal señalamiento es relevante ya que nos permite junto con la información de los estadios de la ovogénesis realizar un mejor entendimiento del ciclo reproductor, basada no sólo en los cambios en la células germinales (meiosis, mitosis y vitelogénesis), sino que también señalan la condición y estructura de la gónada cuando se dan estos cambios. Es importante remarcar que la identificación de cada estadio de la ovogénesis define la maduración de cada gameto y las clases describen eventos que ocurren durante el desarrollo reproductor en toda la gónada (Grier & Taylor  1998).  Integrar  la  información  las características de los estadios de la ovogénesis y del epitelio germinal, nos permite sugerir una mejor  interpretación  del  patrón  reproductivo de la especie.

Otro aspecto a resaltar es que A. tropicus presenta un patrón de temporada reproductiva parecido al de C. undecimalis y G. aculeatus (Grier & Taylor 1998, Sokolowska & Kulczykowska 2006) pero con algunas diferencias; por ejemplo, de marzo a julio A. tropicus muestra el mayor porcentaje de la clase Vitelogenica y de valores de gV e IGS, los cuales disminuyen de agosto a noviembre, además de la  presencia  de  folículos  postovulatorios,  lo que indica la reproducción a nivel de población que coincide con los niveles plasmáticos de vitelogenina  reportado  por  Martínez  (2007). Al contrastar los resultados obtenidos por Reséndez & Salvadores (1983), Gómez (1987), Chávez (1989), Mora et al. (1997) y Pérez & Páramo (1998) sugieren que el intervalo de meses donde se observan hembras maduras es más amplio que lo señalado en este estudio, por lo que el potencial de reproducción es permanente a través de varíos desoves parciales; sin embargo, estos señalamientos no se realizaron por medio de descripciones histológicas, por lo que son contradictorios a lo demostrado en este estudio donde se detecta que el ovario es sincrónico, por lo que los desoves son totales y una sola vez al año.

Jamieson (1988), Pudney (1995), Sokolowska & Kulczykowska (2006), señalan que factores ambientales como: temperatura, fotoperiodo y precipitación, pueden influir en la determinación y desarrollo del ciclo reproductor de las especies, las cuales, en el trópico muestran una marcada variación estacional, como son las épocas de secas y las inundaciones. Los resultados presentados en esta investigación sugieren que la temperatura y la precipitación, parece influir en el desarrollo de la ovogénesis, dado que en los meses donde se presentan bajas temperaturas, se observan valores  bajos  del  IGS,  fD  y  gV,  y  durante los meses con valores altos de temperatura ambiental, estos valores se incrementan, así también permiten proponer que las lluvias durante la temporada de inundación funciona como un gatillo ambiental, ya que el desove coincide con la temporada de inundación en la región, esto último es similar a lo señalado por Mora et al. (1997) para A. tropicus en Costa Rica, donde la reproducción y desove se presenta en la temporada lluviosa con el alza en el nivel del agua de las lagunas, pero en diferentes meses del año. Por lo que el desove durante esta temporada es una estrategia reproductiva, una ventana de oportunidad para la especie, ya que en las zonas de inundación se concentra una gran productividad de biomasa que garantiza un suministro adecuado de alimento a las larvas y juveniles de otros peces que nacerán en este periodo, que formaran parte importante de la dieta de los juveniles de A. tropicus en condiciones silvestres.

Agradecimientos

A SAGARPA y CONACYT por proveer los fondos para esta investigación y al laboratorio de Acuicultura de Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, por el uso de sus instalaciones.


Referencias

Aguilar, M.M.E. 1996. Manual general de  técnicas histológicas  y  citoquímicas.  Las  prensas  de  ciencias, Facultad de Ciencias, UNAM. D.F., México.         [ Links ]

Alemán,  L.  &  W.M.  Contreras-Sánchez.   1987.  Algunas consideraciones  ecológicas sobre el pejelagarto Lepiosteus tropicus (Gill) y descripción de sus hábitos alimenticios. IX Congreso Nacional de Zoología. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco y Sociedad Mexicana de Zoología, A. C. Programa y Resúmenes. Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Arias-Rodríguez, L., S. Páramo-Delgadillo, W.M. Contreras-Sánchez & C.A. Álvarez-González. 2009. Cariotipo  del  pejelagarto  tropical  Atractosteus  tropicus (Lepisosteiformes:  Lepisosteidae)  y  variación  cromosómica en sus larvas y adultos. Rev.  Biol. Trop. 57: 529-539.         [ Links ]

Bayuelo,  E.V & O.A. Sanz. 2003. Morfología  externa y ciclo ovárico  del  pez  pacora  (Plagioscion  magdalenae) en el  embalse  del Guajaro. Rev. Biol. Trop. 17: 26-30.         [ Links ]

Camargo, A.F & D.A. Cruz-Landim. 2003. Some histological and ultrastructural aspects of oogenesis in Piaractus  mesopotamicus Holmberg, 1887  (TELEOSTEI). Braz. J. Morphol. Sci. 20: 3-10.         [ Links ]

Chavez,  M.O., A. Mattheuws & M.H. Pérez.  1989. Biología de los peces del río  San Pedro en vista para determinar su potencial para la piscicultura. FUCID, INIREB, Xalapa, Veracruz, México.         [ Links ]

Contreras-Sánchez,  W.M. & L. Alemán. 1987.  Aspectos reproductivos y desarrollo embrionario del pejelagarto Lepisosteus tropicus, (Gill), en el estado de Tabasco. IX Congreso Nacional de Zoología. Universidad Juárez Autónoma de  Tabasco  y Sociedad Mexicana de Zoología, A. C. Programa y Resúmenes. Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Contreras-Sánchez, W.M. 1990. Monitoréo de las poblaciones de pejelagarto Atractosteus tropicus en el estado de Tabasco, México. Informe técnico. SEDUE. Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Eenennaam, V.J.P. & S.L. Doroshov. 1998. Effects of age and body size on gonadal  development of atlantic sturgeon. J. Morphol. 53: 624-637.         [ Links ]

Gómez, M.A. 1987. Observaciones sobre el  desarrollo post-embrionario del  pejelagarto  (Lepisosteus tropicus) Gill.  IX Congreso Nacional de Zoología. Programa y Resúmenes. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco. Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Gómez, M.A. 1989. Reproducción del pejelagarto en estanqueria rústica.  Primer  Seminario sobre Acuacultura PEMEX-UJAT en el estado de Tabasco. Universidad Juárez Autónoma de  Tabasco, PEMEX y Gobierno del Estado. Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Grier, J.H. 2000. Ovarian germinal  epithelium and folliculogenesis  in  the   common  snook,  Centropomus undecimalis (Teleostei: Centropomidae). J. Morphol. 243: 265-281.         [ Links ]

Grier, J.H. & G.R. Taylor. 1998. Testicular maturation and regression in the common  snook. J. Fish. Biol. 53: 521-542.         [ Links ]

Grier, J.H. & C. Neidig. 2000. Gonads and  gametes of fishes. Cryopreservation in Aquatic Species, p. 1-12. J. World Aquaculture Soc. Baton Rouge, Louisiana, Estados Unidos.         [ Links ]

Guraya, S.S. 1986. The cell and molecular biology of fish oogenesis, p. 1-233. In H.W Sauver (ed.). Monographs in Developmental Biology. Nueva York, EEUU.         [ Links ]

Hernández,  F.A.A.  2003.  Biología  reproductiva  durante un ciclo anual de la  lagartija vivípara Mabuya brachypoda (Reptilia: Scincidae) del estado de Tabasco, México.  Tesis  de  Maestria,  Universidad  Nacional Autonoma de México, D.F. México, México.         [ Links ]

Hinton, D.H. 1990. Methods for Fish Biology, p. 191-211. In C.B. Schreck & M. Pete (eds.). Washington D.C., EEUU.         [ Links ]

Humason, G.L. 1979. Animal Tissue Techniques, p. 661. In W.H. Freeman, San Francisco, EEUU.         [ Links ]

Huaquin, G.L., D. Veliz & G. Arriata. 2002. Estudio comparativo de ovarios y cubiertas ovocitarias en peces siluriformes de aguas continentales de Chile. Guyana 66: 269-274.         [ Links ]

Jamieson,  E.W.  1988.  Vertebrate  Reproduction,  p.  525. Wiley-Interscience, Nueva York. EEUU.         [ Links ]

Maldonado, E.J. Ponce. 1991. Aprovechamiento de peces forrajeros en la alimentación del pejelagarto Atractosteus tropicus Gill en jaulas flotantes en el Estado de Tabasco, México. Univ. Ci. 8: 77-89.         [ Links ]

Márquez, G., J. Macías & E. Pérez. 1994. Estado del conocimiento sobre el pejelagarto Atractosteus tropicus y perspectivas para su estudio. Memorias, II Seminario Sobre Peces Nativos con Uso Potencial en Acuacultura. CONACYT y PEMEX. H. Cárdenas, Tabasco, México.         [ Links ]

Márquez,  H. 1998. Efectos de la temperatura  en el desarrollo de embriones y el  crecimiento de larvas de pejelagarto  Atractosteus tropicus en condiciones de laboratorio. Tesis de licenciatura, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, Tabasco, México.         [ Links ]

Márquez,  C.G., S.W. Contreras, F.A.  Hernández  & V.U. Hernández.  2003.  Estudio  poblacional   y   estrategias para el uso sostenible  del recurso pejelagarto Atractosteus tropicus en la reserva de la biosfera Pantanos de Centla. Fondo  FIRBCENTLA-Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Martínez, G.R. 2007. Ciclo anual de la vitelogenina plasmática en el pejelagarto Atractosteus tropicus. Tesis de  licenciatura,  Universidad  Juárez  Autónoma  de Tabasco, Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Mora, M., J. Cabrera & G. Galeano. 1997. Reproducción y alimentación del gaspar Atractosteus tropicus (Pisces:  Lepisosteidae) en el refugio nacional de  vida Silvestre Caño Negro, Costa Rica.  Rev. Biol. Trop. 45: 861-866.         [ Links ]

Nejedli,  S.,  Z.  Petrines,  S.  Kuir  &  E.  Srebocan.  2004. Annual  oscillation of ovarian morphology  in European pilchard (Sardina  pilchardus Walbaum) in the Northern Adriatic Sea. Vet. Arhiv. 2: 97-106.         [ Links ]

Páramo,  S. 1982. Ictiofauna del río González  y lagunas adyacentes, Tabasco, México. Tesis de Licenciatura, Universidad  Nacional Autónoma de México, D.F. México, México.         [ Links ]

Pérez, S.E & D.S. Páramo. 1998. Estudio histológico de las gónadas del pejelagarto Atractosteus tropicus (Lepisosteidae). Univ. Ci. 14: 69-81.         [ Links ]

Pérez,  S.E. 1995. Efecto de la gonadotropina  corionica humana (CGH) en la maduración gonádica del pejelagarto (Atractosteus tropicus) Gill, 1823 en condiciones de laboratorio. Tesis de Licenciatura, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, Villahermosa, Tabasco, México.         [ Links ]

Pineda, R. del R. 1991. Ciclo de vida de Argulus meehani, argulido  ectoparásito   del  pejelagarto  Lepisosteus tropicus, en  los humedales de tabasco. XI Congreso Nacional de Zoología. Sociedad  Mexicana  de Zoología, A. C. y Universidad Autónoma de Yucatán. Programa y Resúmenes. Merida, México.         [ Links ]

Pudney, J. 1995. Spermatogenesis in nonmammalian vertebrates. Microscopy R. and Tech. 32: 459-497.         [ Links ]

Ravaglia, A.M. &C.M. Maggese. 2002.  Oogenesis in the swamp eel Synbranchus  marmoratus (Bloch, 1795) (Teleostei; Synbranchidae). Ovarian anatomy, stages of oocyte development and micropyle structure. Biocell 26: 325-337.         [ Links ]

Reséndez, A. & M.L. Salvadores. 1983.  Contribución al conocimiento de la biología del pejelagarto Lepisosteus tropicus (Gill) y la tenguayaca Petenia splendida Günther, del estado de Tabasco. Biótica 8: 413-426.         [ Links ]

Selman, K. & A.R. Wallace. 1981. Cellular aspect of oocyte growth in teleosts. Zool. Sci. 6: 211-231.         [ Links ]

Selman, K., A.R. Wallace, A. Sarka & Q.I. Xiaoping. 1993. Stages of oocyte development in the Zebrafish, Brachydanio rerio. J. Morphol. 218: 203-224.         [ Links ]

Sokolowska, E & E. Kulczykowska. 2006. Annual reproductive  cycle  in  two   free  living  populations  of three-spined stickleback (Gasterosteus aculeatus L.): patterns of ovarian and testicular development. Oceanología 48: 103-124.         [ Links ]

Takashima, F. & Y. Hibiya. 1995. An atlas of fish histology. Kodansha Ltd. Tokio: 128-144.         [ Links ]

Tuset, V., J.A. Gonzalez, J.I. Santana, A.M. Lopez & M.G. Diaz. 2006. Reproductive pattern and growth in Lepidopus caudatus (Osteichthyes, Trichiuridae) from the Canary islands (Eastern-Central Atlantic). Electron. J. Ichthyol. 1: 26-37.         [ Links ]

Wallace, R.A & K. Selman. 1989. Cellular  and dynamic aspects of oocyte growth in teleosts. Amer. Zool. 21: 325-343.         [ Links ]

*Correspondencia:
Otilio Méndez-Marin: Laboratorio de Acuicultura, División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, carretera Villahermosa-Cardenas, Km 0.5 S/N, C.P 86150, Villahermosa, Tabasco, México. omm_17@hotmail.com
Arlette Amalia Hernández Franyutti:
Laboratorio de Acuicultura, División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, carretera Villahermosa-Cardenas, Km 0.5 S/N, C.P 86150, Villahermosa, Tabasco, México. arhefr@hotmail.com
Carlos Alfonso Álvarez-González:
Laboratorio de Acuicultura, División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, carretera Villahermosa-Cardenas, Km 0.5 S/N, C.P 86150, Villahermosa, Tabasco, México. alvarez_alfonso@hotmail.com
Wilfrido Miguel Contreras-Sánchez:
Laboratorio de Acuicultura, División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, carretera Villahermosa-Cardenas, Km 0.5 S/N, C.P 86150, Villahermosa, Tabasco, México. contrerw@hotmail.com
Mari Carmen Uribe Aranzábal:
Laboratorio de Biología de la reproducción Animal, Facultad de Ciencias, Universidad  Nacional Autónoma de México, Cd, Universitaria, Coyoacán, C.P 04510 México, D.F. mcua@fciencia.unam.mx

1. Laboratorio de Acuicultura, División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, carretera Villahermosa-Cardenas, Km 0.5 S/N, C.P 86150, Villahermosa, Tabasco, México; omm_17@hotmail.com, alvarez_alfonso@hotmail.com, arhefr@hotmail.com, contrerw@hotmail.com

2. Laboratorio de Biología de la reproducción Animal, Facultad de Ciencias, Universidad  Nacional Autónoma de México, Cd, Universitaria, Coyoacán, C.P 04510 México, D.F. mcua@fciencia.unam.mx

Recibido 27-IX-2011.    Corregido 05-V-2012.    Aceptado 02-V-2012.

Creative Commons License All the contents of this journal, except where otherwise noted, is licensed under a Creative Commons Attribution License