Introducción

La prevalencia de infección por Helicobacter pylori (H. pylori) varía entre 70-90 % en países en vía de desarrollo y entre 25-50 % en países desarrollados, las diferencias se asocian a factores como condiciones de vida, edad, estatus socioeconómico y prácticas de higiene (^{Ansari & Yamaoka, 2022}). Las personas infectadas usualmente desarrollan gastritis crónica; de estos, un porcentaje desarrollará enfermedades como úlcera péptica, linfoma MALT (Mucosal Associated Lymphoid Tissue Lymphoma) o cáncer de estómago (CE) (^{Katelaris et al., 2023}). Por esta razón, en 1994 la Agencia Internacional para la Investigación en Cáncer (^{International Agency for Research on Cancer, 1994}) clasificó a este microorganismo como carcinógeno tipo 1 (^{Organización Mundial de la Salud (OMS), 2017}).

Para la prevención de estas enfermedades lo ideal es identificar la infección y erradicar la bacteria. La determinación de la susceptibilidad antimicrobiana de H. pylori usualmente es con métodos fenotípicos que tienen como desventaja requerir mayor tiempo de procesamiento, mayores costos y no determinan el origen de la resistencia (^{Ansari & Yamaoka, 2022}). Por el contrario, la determinación genotípica de la susceptibilidad antimicrobiana de H. pylori permite conocer los mecanismos de resistencia circulantes y posibilita un tratamiento dirigido con aumento del éxito terapéutico, al mismo tiempo son más económicas, rápidas y fáciles de ejecutar (^{Ansari &Yamaoka, 2022}).

Dentro de las pruebas genotípicas más empleadas para determinar la infección por H. pylori está la PCR (Polymerase Chain Reaction) o qPCR (quantitative Polymerase Chain Reaction), técnicas que tienen sensibilidad > 98 % y especificidad de 98 %. Estas amplifican una o varias regiones de un gen blanco, el más usado es ureA que está presente en todas las cepas, es altamente conservado y está implicado en los mecanismos de virulencia (^{Chahuán et al., 2020}). En Antioquia-Colombia la detección por PCR de la frecuencia de H. pylori fue de 36.11 % en 2019 (^{Roldán et al., 2019}), mientras que en el 2023 estuvo en 55.9 % (^{Salazar et al., 2023}). Esto demuestra que estas técnicas son útiles para el tamizaje de la infección en la región.

En la erradicación de H. pylori se utiliza la terapia triple como esquema de primera línea que contempla el uso de inhibidores de la bomba de protones (IBP) combinado con amoxicilina, metronidazol, claritromicina y/o levofloxacina. No obstante, las tasas de erradicación están mostrando eficacias < 80 % (^{Lin et al., 2023}). Por esta razón, en el 2017 la Organización Mundial de la Salud (^{OMS, 2017}) declaró a H. pylori como patógeno de carácter prioritario (prioridad 2) y estableció pautas terapéuticas para reducir la resistencia antimicrobiana.

La amoxicilina es una penicilina que altera la permeabilidad celular inhibiendo la síntesis de la pared bacteriana, siendo uno de los antibióticos más prescritos en los esquemas terapéuticos contra H. pylori, porque tiene buena actividad intraluminal y tópica (^{Atehortua-Rendon et al., 2020}; ^{Lin et al., 2023}). La bacteria adquiere la resistencia a través de tres mecanismos: modificaciones de las proteínas de unión a la penicilina (PBP) (^{Matta et al., 2023}), las bombas de eflujo -asociadas a multirresistencia- (^{Kouitcheu et al., 2019}), y la producción de beta-lactamasas por el gen TEM que hidroliza el anillo betalactámico de la amoxicilina (^{Tseng et al., 2009}). Este último mecanismo se convirtió en objetivo de estudio para la identificación de resistencia, debido al hallazgo de un aislado productor de TEM con alta resistencia a amoxicilina, sumado al alto potencial de diseminación que tienen las beta-lactamasas (^{Tseng et al., 2009}).

Los porcentajes de resistencia de H. pylori a amoxicilina varía según la región. En Asia es del 1 al 12 %, en América es del 8 % y en Europa de < 1 % (^{Savoldi et al., 2018}). En Colombia la amoxicilina es de los antibióticos más prescritos, aunque solo se evaluó su resistencia en cinco zonas: Bogotá, Eje Cafetero, Nariño, Montería y Cartagena donde se estimó valores de resistencia entre 1.9-93 % (^{Atehortua-Rendon et al., 2020}). Esto posiciona al país como el segundo con mayor resistencia en Latinoamérica después de Brasil (^{Camargo et al., 2014}).

En Antioquia-Colombia no hay estudios que evalúen el patrón de susceptibilidad feno-genotípica de H. pylori a amoxicilina. Además, hay desconocimiento de los mecanismos implicados en la resistencia a este medicamento, lo cual es fundamental dilucidar para el control y monitoreo de la resistencia. Con base en lo anterior, se planteó el siguiente objetivo, determinar la frecuencia de la infección por H. pylori por pruebas moleculares y la producción de beta-lactamasas de tipo TEM y SHV por pruebas fenotípicas y genotípicas en aislamientos de H. pylori provenientes de pacientes con enfermedades gastroduodenales del departamento de Antioquia-Colombia.

Materiales y métodos

Tipo de estudio y población: Estudio analítico transversal que incluyó 179 pacientes provenientes de tres subregiones del departamento de Antioquia-Colombia (Oriente, Urabá y Área Metropolitana del Valle de Aburrá (AMVA)) que acudieron a las unidades de endoscopia en siete instituciones de segundo y tercer nivel de salud (Fig. 1); con previa indicación de endoscopia de tracto digestivo superior, síntomas de dispepsia y/o diagnóstico previo de enfermedades gástricas y/o duodenales durante los años 2020-2022. Se excluyeron pacientes embarazadas, con tratamiento exitoso para H. pylori y los que no presentaban síntomas gastroduodenales en los últimos tres meses, pacientes con comorbilidades (falla renal crónica, falla cardíaca descompensada, falla respiratoria, tumores u otras enfermedades malignas excepto CE), quienes recibieron IBP o antagonistas de los receptores H2 durante los últimos 15 días, con alteraciones de la coagulación o mentales con impedimento para dar su consentimiento y/o aquellos que recibieron tratamiento antibiótico para H. pylori durante el último mes.

Fig. 1 Pacientes con enfermedades gastroduodenales incluidos en el estudio. El departamento de Antioquia está ubicado en el noroeste de Colombia. Los pacientes participantes provienen de tres regiones representativas de Antioquia: el Área Metropolitana del Valle de Aburrá, Oriente y Urabá (círculos negros). Modificado de Milenioscuro (s.f.). / Fig. 1. Patients with Gastroduodenal Diseases Included in the Study. The department of Antioquia is located in the Northwest of Colombia. The participating patients are from three representative regions of Antioquia: The Metropolitan Area of the Aburrá Valley, Oriente, and Urabá (black circles). Modified from Milenioscuro (n.d.). 

Aspectos éticos y consentimiento de participación: El consentimiento informado se obtuvo de los pacientes antes de su participación en el estudio. La investigación se ejecutó en concordancia con la resolución 8 430 de 1993 del Ministerio de Salud de la República de Colombia y la declaración de Helsinki de 2013 de la Asociación Médica Mundial y fue aprobada por los Comités de Ética del Instituto de Investigaciones Médicas de la Facultad de Medicina de la Universidad de Antioquia (acta 016 de 2019), de la Fundación Hospitalaria San Vicente de Paul (acta 28-2021) y el hospital Alma Mater (Acta CTI IN44-2019).

Recopilación de datos y recolección de muestras: Los pacientes se contactaron vía telefónica y se les aplicó una encuesta semiestructurada y digitalizada mediante el software libre KoboToolbox con preguntas relacionadas con aspectos sociodemográficos, hábitos de vida, sintomatología y antecedentes médicos personales, así como familiares. El control de sesgo de información y validación de la encuesta se realizó previamente (proyecto CODI 2014-1062), y se capacitó al personal encuestador (^{Salazar et al., 2023}).

Antes de la endoscopia digestiva superior, los pacientes ayunaron al menos siete horas, a cada uno se le tomó cuatro biopsias, dos de antro y dos de cuerpo, que se emplearon para la identificación de H. pylori y evaluación de la resistencia (dos para cultivo microbiológico y dos para la detección molecular). Las muestras se enviaron en caldo Brucella (BD) con glicerol al 20 % (Sigma-Aldrich, Darmstadt, Alemania) a 4 °C al laboratorio de Microbiología de la Facultad de Medicina de la Universidad de Antioquia para su procesamiento.

Cultivo microbiológico de H. pylori y diagnóstico fenotípico: El aislamiento de H. pylori se obtuvo mediante el cultivo de dos biopsias: una de antro y otra de cuerpo por paciente en agar Brucella (BD) suplementado con 5 % de sangre de caballo, Isovitalex™ (BD, Le pont de Claix, Francia) al 0.4 % y Dent^® (Hampshire, Inglaterra) al 0.8 %. Los cultivos se incubaron entre 4 a 15 días a 37 ºC bajo condiciones microaerofílicas con CO₂ al 10 % (^{Patel, 2023}). Las colonias compatibles se identificaron por las características morfológicas típicas por Gram modificado y por pruebas bioquímicas (oxidasa, catalasa y ureasa positiva). Los cultivos negativos se siguieron hasta por 15 días. Después de este tiempo, si presentaban crecimiento se identificaron y criopreservaron en caldo Brucella (BD) con glicerol al 20 % y suero fetal bovino al 10 % (Gibco, USA). Las muestras sin crecimiento se reportaron como negativas. La detección fenotípica de beta-lactamasas de cada aislamiento se evaluó con la prueba de nitrocefin (Cefinase™, BD), la aparición de color rosado en el disco se tomó como positiva para la producción de beta-lactamasas (^{Edaptative Technologies LLC, 2022}). Como controles se usaron las cepas de Proteus mirabilis ATCC 12453 (positivo) y Escherichia coli ATCC 25922 (negativo).

Extracción de ADN de biopsias y aislamientos: La extracción de ADN se realizó directamente de biopsias de tejido de antro y de cuerpo de 179 pacientes, así como de 84 aislamientos de H. pylori obtenidos por cultivo (42 de antro y 42 de cuerpo correspondiente al mismo número de pacientes), para esto se usó el kit Dneasy Blood & Tissue ^® (Qiagen, Hilden, Alemania), siguiendo las recomendaciones del fabricante. La concentración del ADN genómico se determinó usando el NanoDropOne-2000 (Thermo Fisher Scientific, Massachusetts, USA). Como control positivo para todos los experimentos moleculares se utilizó la cepa NCTC 11637 de H. pylori y como control negativo agua grado molecular libre de nucleasas AccuGENE ^® (Fisher, Lonza, Suiza).

Detección molecular de H. pylori: Un fragmento de 411 pb del gen ureA de H. pylori se amplificó por PCR siguiendo un protocolo previamente descrito (^{Salazar et al., 2022}; Salazar et al., 2023). Las herramientas de bioinformática Snapgene^® (GSL Biotech LLC) y BLAST (National Center for Biotechnology Information, Bethesda, USA) se utilizaron para confirmar que la secuencia de los cebadores (F 5’-GCCAATGGTAAATTAGTT-3’ y R 5’-CTCCTTAATTGTTTTTAC-3’) para el gen ureA alineaban correctamente con el genoma de cepas de H. pylori de esta base de datos. El control positivo incluyó la NCTC 11637 de H. pylori, y el control negativo fue agua grado molecular. Se consideró positivo cuando en al menos una de las dos muestras se observaba la banda esperada en el gel de agarosa.

Identificación genotípica de beta-lactamasas: La presencia de beta-lactamasas se confirmó a partir de la amplificación por PCR y el corrido electroforético de dos fragmentos de las beta-lactamasas TEM y SHV. Los iniciadores para blaTEM F 5’-ATGGGGGATCATGTAACTCG-3, R 5’-GATACGGGAGGGCTTACCAT-3’, y para blaSHV F5’-TTCGTGTCGCCCTTATTCCC-3’ y R 5’-CCCAACTGATCTTCAGCATCT-3’ se diseñaron con el programa Oligoanalyzer^TM Tool (Integrated DNA Tecnologies, Iowa, USA). Mediante Snapgene^® y BLAST se comprobó que los iniciadores reconocen segmentos cortos de las regiones específicas de estos genes (blaTEM (NG_050145 y EU726527.1) y blaSHV (MG653180.1)). La PCR se llevó a cabo con el kit OneTaq Quick-Load ^® 2X Master Mix (New England Biolabs, Inc.), con 12.5 µl de máster mix, 2.5 µl de los respectivos iniciadores (2µM), 8 µl de agua grado molecular libre de nucleasas y 2 µl de ADN para un volumen final de 25 µl. Los parámetros de ciclado para el gen SHV consistieron en desnaturalización inicial a 94 °C/4 min, amplificación en 25 ciclos (94 °C/30 s, 55 °C/30 s, 68 °C/10 s) y extensión final de 68 °C/10 min. Para el gen TEM consistió en desnaturalización inicial a 94 °C/4 min, amplificación en 25 ciclos (94 °C/30 s, 54 °C/30 s, 68 °C/20 s) y extensión final de 68 °C/10 min. Los amplificados se visualizaron en gel de agarosa al 3 % teñidos con Gel Loading Dye, Purple (6X) (New England Biolabs^® Inc.) en el transiluminador (Molecular Imager Gel Doc^TM XR system. BioRad Laboratories, Inc. Hercules, CA, USA). Como control positivo de TEM y SHV se usó la cepa de E. coli C3-69 identificada y clasificada previamente (^{Rada et al., 2019}).

Análisis estadístico: El análisis estadístico se realizó con el software SPSS Statistics versión 24 (IBM, New York, USA) (^{IBM Corp, 2016}), licenciado por la Universidad de Antioquia-Colombia. Inicialmente se hizo el análisis descriptivo por medio de frecuencias absolutas y relativas para las variables cualitativas y medidas de resumen para las cuantitativas. Finalmente se aplicó prueba una no paramétrica para el análisis bivariado por medio de la prueba de Chi cuadrado de Pearson (X²), contemplando un intervalo de confianza de 95 % y un valor de p < 0.05 para considerar la asociación como estadísticamente significativa.

Resultados

Caracterización de la población: Las variables sociodemográficas y clínicas de pacientes positivos y negativos para H. pylori por identificación molecular, a partir de biopsias gástricas se muestran en la Tabla 1. De los 179 pacientes 69.8 % (125 / 179) fueron mujeres y 30.1 % (54 / 179) hombres. La media de la edad de la población de estudio fue de 59.6 años (rango entre 19-87 años). La mayor frecuencia de H. pylori se presentó en individuos pertenecientes al oriente Antioqueño y Apartadó, de estrato socioeconómico del 1 a 3 y con antecedente de H. pylori (Tabla 1).

Frecuencia de H. pylori por PCR: En este estudio, se incluyeron en total 179 pacientes (con una muestra de antro y otra de cuerpo para un total de 358 biopsias), de los cuales 96 eran provenientes del AMVA y 83 del Oriente Antioqueño y Apartadó (Fig. 2A). La frecuencia encontrada de H. pylori por PCR fue de 60.8 % (109 / 179); de estos el 39.1 % (70 / 179) presentó las dos muestras positivas (antro y cuerpo) (Fig. 2B). En cuanto a la frecuencia hallada por sitio anatómico, el 50.8 % de las biopsias positivas (91 / 358) eran de antro y 49.1 % (88 / 358) de cuerpo (Fig. 2C, Fig. 3A).

Fig. 2 A. Porcentaje de pacientes positivos para el gen ureA distribuidos por subregiones, Oriente tuvo el mayor número de muestras positivas (n = 46). B. Porcentaje positivos para el gen ureA distribuido por paciente, la mayoría de ellos presentaron las dos muestras positivas (n = 70). C. Porcentaje positivos para el gen ureA distribuido por muestra, las muestras de antro fue las que dieron más alto (n = 91). / Fig. 2. A. Percentage of patients positive for the ureA gene distributed by subregions; the Oriente region had the highest number of positive samples (n = 46). B. Percentage of patients positive for the ureA gene, with most of them presenting two positive samples (n = 70). C. Percentage of positive samples for the ureA gene, with antral samples showing the highest positivity rate (n = 91). 

Fig. 3 Amplificación por PCR de los genes ureA, TEM y SHV a partir de biopsias de antro y cuerpo, en gel de agarosa al 3 %. A. Amplificación de gen ureA, amplicón de 411 pb en los carriles 2 al 17, pacientes positivos 550, 552 y 555, muestra de antro de 551 y 554, control positivo H. pylori NCTC 11637 (carril 20). B. Amplificación del gen TEM, se observa amplicón de 312 pb en los carriles 3 y 4 (antro y cuerpo de la muestra 432) y carril 7 (antro de la muestra 434), E. coli positiva para TEM (carril 12). C. Amplificación del gen TEM, E. coli positiva para TEM (carril 19), control negativo agua grado molecular (carril 17). D. Amplificación del gen SHV, E. coli positiva para SHV (carril 19), control negativo agua grado molecular (carril 17). / Fig. 3. PCR Amplification of ureA, TEM, and SHV Genes from Antral and Body Biopsies on 3 % Agarose Gel. A. Amplification of the ureA gene, with a 411 bp amplicon observed in lanes 2 to 17. Positive patients include 550, 552, and 555, with antral samples from 551 and 554. Positive control: H. pylori NCTC 11637 (lane 20). B. Amplification of the TEM gene, with a 312 bp amplicon observed in lanes 3 and 4 (antrum and body of sample 432) and lane 7 (antrum of sample 434). E. coli positive for TEM is in lane 12. C. Amplification of the TEM gene, with E. coli positive for TEM in lane 19, and molecular grade water as the negative control (lane 17). D. Amplification of the SHV gene, with E. coli positive for SHV in lane 19, and molecular grade water as the negative control (lane 17). 

De las 42 muestras que presentaron un cultivo positivo, 40 fueron también positivas en la prueba molecular (PCR), mientras que dos resultaron negativas en la PCR. Esto indica alta concordancia entre ambos métodos, aunque con una ligera discrepancia en dos muestras (4.76 % de los cultivos positivos). La PCR detectó 69 casos adicionales que no fueron identificados por el cultivo, lo que resalta su mayor capacidad diagnóstica. La sensibilidad del cultivo con respecto a la PCR es del 36.7 % (40 / 109), mostrando la superioridad de la prueba molecular. La especificidad del cultivo es del 97.1 % (68 / 70), pues detectó correctamente 68 de las 70 muestras negativas en la PCR. El cultivo muestra alta especificidad, pero limitada sensibilidad comparado con la PCR (Tabla 2). Al correlacionar los resultados positivos por PCR para H. pylori con aspectos sociodemográficos se encontró mayor frecuencia de la infección en los estratos socioeconómicos 1 al 3 y asociación estadísticamente significativa (p = 0.00). Al igual que la pertenencia étnica (p = 0.02) y antecedente de enfermedad gástrica (p = 0.00).

Detección geno-fenotípica de beta-lactamasas: La prueba de nitrocefin que detecta la producción de beta-lactamasas fue negativa en todos los 84 aislados de H. pylori procesados. La detección de beta-lactamasas a partir de biopsia arrojó dos pacientes con resultados positivos para el gen TEM (432 antro y cuerpo y 434 antro) (Fig. 3B). En los 84 aislamientos se evaluó la presencia de los genes TEM y SHV, aunque en ninguno se observó amplificación por PCR (Fig. 3C, Fig. 3D). En los pacientes 432 (antro y cuerpo) y 434 (antro) se encontró la amplificación de TEM en las biopsias, mientras que, al hacerlo desde el aislamiento no hubo amplificación del gen TEM.

Discusión

De este estudio, la frecuencia de infección por H. pylori determinada por PCR fue de 60.8 %. No obstante, una revisión sistemática muestra una prevalencia del 83.1 % para Colombia por test de aliento con C13 (^{Zamani et al., 2018}). Cabe aclarar que los valores de prevalencia de la infección varían en función de la prueba de diagnóstico empleada y número de muestras procesadas; aun así, la frecuencia encontrada en el presente estudio es alta (> 50 %). Por otra parte, para Colombia se reportaron datos de prevalencia por histopatología de 69.1 %, mientras que en Medellín fue del 65 %, similar a la frecuencia del presente estudio (^{Bravo et al., 2003}).

En Medellín para 2019, encontraron H. pylori en 36.1 % de las muestras analizadas por PCR (^{Roldán et al., 2019}), de esta manera la frecuencia fue mayor (52.1 %) en el presente estudio para esta misma zona. Aunque la frecuencia en AMVA fue menor comparada con el Oriente Antioqueño (73 %) y Apartadó (65 %), estas diferencias se asocian posiblemente a la calidad de vida en las diferentes subregiones (^{Cámara de Comercio de Medellín para Antioquia, 2021}). Según el Plan Nacional de Salud Rural, determinantes sociales como falta de oferta en servicios de salud articulada y acceso a agua potable contribuyen considerablemente a las inequidades existentes entre el AMVA y Urabá (^{Ministerio de Salud y Protección Social, 2018}). El índice de condiciones de vida (ICV) en Antioquia para 2021 refleja que el Oriente es la subregión con mejor ICV (70.3) comparado con AMVA (65.7), y Urabá (56.7) (^{Gobernación de Antioquia, 2022}). Lo anterior se relaciona posiblemente con la mayor frecuencia de infección por H. pylori en la subregión de Urabá.

Al correlacionar los resultados positivos para infección por H. pylori con aspectos sociodemográficos se encontró mayor frecuencia de la infección en los estratos socioeconómicos de vivienda bajos (1 al 3) con asociación estadísticamente significativa (p = 0.00). Estos resultados son similares a los encontrados por otros autores como en Japón que afirman que individuos de clases sociales más bajas tienen mayores índices de infección, debido a sus hábitos de higiene y a su estilo de vida (^{Elshair et al., 2022}). Así como lo hallado en Irán que también asoció la pobreza con mayor riesgo de infección con H. pylori (^{Zandian et al., 2023}).

La resistencia a antibióticos es uno de los principales factores que dificulta la erradicación de H. pylori, considerando además la presencia de cepas multirresistentes (^{Atehortua-Rendon et al., 2020}; ^{Lin et al., 2023}). La amoxicilina se utiliza para la erradicación de H. pylori como parte de varias terapias como la triple, dual de alta dosis, secuencial, híbrida, régimen cuádruple concomitante, y algunos tratamientos con vonoprazán (^{Valladales-Restrepo et al., 2022}). Este betalactámico registra porcentajes bajos de resistencia comparado con otros antibióticos; sin embargo, la pérdida de sensibilidad a este dificulta la erradicación de la infección (^{Boyanova et al., 2022}; ^{Camargo et al., 2014}). Sobre todo, en países con venta de amoxicilina sin prescripción.

Actualmente, se desconoce el patrón de resistencia a amoxicilina en varias regiones de Colombia y del mundo. Los porcentajes de resistencia a este antibiótico muestran diferencias según localización geográfica. En un estudio en Bulgaria aumentó significativamente la resistencia del 4.2 % en 2007-2014 al 8.9 % en 2015-2021 (^{Boyanova et al., 2022}), mientras que en Nanjing (China) fue del 0.76 % (^{Jiang et al., 2022}). En cuanto a América, una revisión sistemática del 2022 en Estados Unidos mostró resistencia del 2.6 % (^{Ho et al., 2022}). Por otra parte, los estudios realizados en Colombia mostraron resistencia en Pereira y Manizales de 0 % (^{Bedoya-Gómez et al., 2020}), en Bogotá de 3.8 % (2010) (^{Trespalacios et al., 2010}), en Tumaco 20.5 % (2012) (^{Figueroa et al., 2012}) y 22.8 % (2018) (^{Matta et al., 2018}) y finalmente en Túquerres 4 % (2013) (^{Bustamante-Rengifo et al., 2013}) y 5.4 % (2018 y 2023) (^{Matta et al., 2018}; ^{Matta et al., 2023}). Esta última cifra convierte a Colombia en el segundo país del continente con la cifra más alta de resistencia a amoxicilina en cepas de H. pylori (^{Camargo et al., 2014}).

La resistencia de alto nivel a amoxicilina en otras bacterias se presenta por la producción de beta-lactamasas, en este caso relacionada a TEM y SHV de la clasificación A de Ambler. Estas beta-lactamasas se localizan en plásmidos facilitando la transferencia génica, posiblemente, entre géneros y especies diferentes (^{Pitout, 2010}). La frecuencia y distribución de estas enzimas ha aumentado desde su aparición en enterobacterias, con reportes de aislamientos productores de beta-lactamasas que llegan hasta 55 % en China y 79 % en India (^{Pitout, 2010}). En Colombia presentan alta frecuencia, extensión y diversidad, presentándose en casi todos los departamentos (^{Rada et al., 2019}).

Los resultados obtenidos en el laboratorio no confirmaron la presencia de TEM o SHV en los aislamientos de H. pylori, ya que la prueba de nitrocefin y la amplificación del gen blaTEM fueron negativos, aunque si hubo tres resultados positivos para TEM al amplificar directamente de las biopsias gástricas (pacientes 432 y 434). Por esto no se puede afirmar que los aislamientos de H. pylori obtenidos presenten estas enzimas, sino que posiblemente haya presencia en mucosa gástrica de otras bacterias que expresen el gen blaTEM, como las enterobacterias, las cuales han sido reportadas en mucosa gástrica (^{Rajilic-Stojanovic et al., 2020}). La presencia de genes de resistencia en un microorganismo está relacionada con la capacidad bacteriana de transferirlos de manera horizontal a otras bacterias, confiriéndole disminución en la sensibilidad al antibiótico. En H. pylori se comprobó la existencia de plásmidos (^{Baltrus et al., 2009}), lo que abre la posibilidad de transferencia horizontal de genes en H. pylori.

La verificación de la resistencia por métodos fenotípicos que permita la identificación de microorganismos productores de beta-lactamasas es importante (^{Pitout, 2010}), e investigaciones previas muestran la aplicación de estos ensayos en aislamientos de H. pylori (^{Palamides et al., 2020}; ^{Tseng et al., 2009}). Sin embargo, los resultados negativos de las pruebas de nitrocefin del presente estudio y otro previo en África plantean la baja frecuencia de beta-lactamasas en H. pylori (^{Palamides et al., 2020}). Aunque no dejan de ser importante la ejecución de las técnicas moleculares para la determinación genotípica de la presencia de la infección por amplificación del gen UreA. Así como la detección de resistencia para amoxicilina en H. pylori por evaluación de la presencia de mutaciones en el gen PBP1 (^{Atehortua-Rendon et al., 2020}), ya que posiblemente la frecuencia de genes que codifican para beta-lactamasas o bombas de eflujo sean bajos o nulos en esta bacteria (^{Palamides et al., 2020}; ^{Tseng et al., 2009}).

El presente estudio inició en el año 2019 y culminó en el 2021. En marzo del 2020 inició la pandemia de COVID-19 limitando el desarrollo de la investigación en las instituciones de salud debido a las restricciones de ingreso y acceso de los pacientes a los procedimientos endoscópicos, según las disposiciones decretadas por el gobierno nacional, como consecuencia de lo anterior el número de pacientes por otras causas diferentes al COVID-19 se redujo significativamente, fenómeno que también se dio en otras regiones del mundo (^{Lantinga et al., 2021}). Además, no se descarta que las medidas de bioseguridad implementadas de manera generalizada impactaran en las cifras de frecuencia de la infección de la bacteria, considerando que H. pylori se propaga por vía oral-oral y fecal-oral (^{Katelaris et al., 2023}). Finalmente, otra de las limitaciones del estudio, es no tener los datos de resistencia fenotípica a amoxicilina, por lo cual no es posible determinar la concentración mínima inhibitoria a este antibiótico en los aislamientos.

Esta es la primera investigación de Latinoamérica que incluye la búsqueda fenotípica y genotípica de beta-lactamasas en H. pylori y el segundo en el mundo (^{Tseng et al., 2009}), con lo que se pretende validar lo encontrado por otros autores y resaltar que los mecanismos de resistencia en H. pylori pueden variar en diferentes regiones del mundo. Además, que el monitoreo de la resistencia a amoxicilina es importante, especialmente por la aparición de cepas multirresistentes en Colombia (^{Figueroa et al., 2012}) y el mundo (^{Choi et al., 2019}). Este estudio a diferencia de otros del departamento incluye dos poblaciones diferentes al AMVA. Incluyendo muestras de tres subregiones con más de 200 000 habitantes reflejando la heterogeneidad en las características geográficas, culturales, ambientales y socioeconómicas del departamento de Antioquia. La frecuencia de infección por H. pylori en Antioquia por las pruebas genotípicas es mayor comparada con el cultivo, además presenta similitud con cifras registradas de otras regiones del país (^{Salazar et al., 2023}). Lo que muestra la utilidad de los métodos genotípicos y la detección a partir de las biopsias del gen ureA en el departamento de Antioquia y en Colombia.

Declaración de ética: Los autores declaran que todos están de acuerdo con esta publicación y que han hecho aportes que justifican su autoría; que no hay conflicto de interés de ningún tipo; y que han cumplido con todos los requisitos y procedimientos éticos y legales pertinentes. Todas las fuentes de financiamiento se detallan plena y claramente en la sección de agradecimientos. El respectivo documento legal firmado se encuentra en los archivos de la revista.