1659-13211659-1321S1659-13212011000200004Méxicoedo. de MéxicoMéxico0012201100122011222269279.
Afinidad y efecto de Azospirillum sp. en maíz
José Antonio Rangel-Lucio2*, María de las Nieves Rodríguez-Mendoza3*, Ronald Ferrera-Cerrato3, Javier Zaragoza Castellanos-Ramos2, Rosa María Ramírez-Gama4*, Estéfana Alvarado-Bárcenas2
Afinidad y efecto de Azospirillum sp. en maíz. El objetivo del presente trabajo fue determinar la afinidad y efecto de cepas de Azospirillum en maíz. Este bioensayo se desarrolló en el estado de México, México, durante el ciclo primavera - verano del 2009. Para ello se colectó la raíz de ]]>
Affinity and effect of Azospirillum sp. in corn. The objective of this work was to determine the affinity and effect of Azospirillum in corn. This bioassay was conducted in the state of Mexico, México, ]]>
La mayor proporción de nitrógeno en los ecosistemas terrestres y acuáticos proviene de la fijación biológica, FBN (Roesch et al. ]]>
et al. 2004).
Azospirillum se encuentra en especies distintas a los cereales (Gadagi et al. 2004, Pereyra et al. 2010) e incluso nopal (Caballero-Mellado 1990), bajo diversidad de suelos, climas y manejo agronómico ]]>
et al. 2008). Bajo esta interacción ]]>
et al. 2001, Sevilla et al. 2001).
Raíces de zacates y cereales exudan ácidos ]]>
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Rhizobium infecta sólo a leguminosas y, por el contrario, casi toda esta familia es infectada por algunas bacterias rizobiales. Esta afinidad, se consigna en la literatura bajo grupos de inoculación cruzada (Broun et al. 2002, Wrigth et al. 2008), tiene resultados agronómicos importantes. Casos de afinidad: Sinorhizobium meliloti y Medicago, Melilotus o Trigonella; Rhizobium leguminosarum bv. viciae con Pisum, Vicia, Lens o Lathyrus spp.; R. leguminosarum bv. trifolii y Trifolium (Hirsch
et al. 2001).
Pocos resultados han encontrado cierta afinidad entre Azospirillum y maíz (Penot et al. 1992) o entre dicha bacteria y cultivares (Wani et al. 1985). El efecto interactivo de esta afinidad se ha encontrado en trigo (Alamri y Mostafa 2009, Díaz-Zorita y Fernández-Canigia 2008) y Pennisetum americanum (L.) K. Shum ]]>
Por otro lado, en respuesta a un ]]>
et al. 2000) y 65 (LAMP 1991) razas de maíz. Un potencial genético generado por evolución de maíz ]]>
Existe mayor información de la bacteria que la planta en la fijación asociativa; la planta responde positivamente a la inoculación (Okon y Labandera-González 1994). Esto es una desventaja en la asociación biológica entre Azospirillum ]]>
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El objetivo del presente trabajo fue determinar la afinidad y efecto de cepas de Azospirillum en maíz.
Materiales y métodos
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El bioensayo se realizó en el Laboratorio de Microbiología de Suelos, Programa de Edafología del Colegio de Postgraduados, Montecillo, estado de México, México, durante el ciclo primavera-verano 2009.
La elección del material ]]>
Cuadro 1): Teocintle [Zea mays L. ssp. mexicana (Schrader) Iltis., ancestro], Palomero Toluqueño (maíz con mayor antigüedad), Cacahuacintle, Cónico, Chalqueño y H-28 (liberación reciente). El muestreo se hizo en diez plantas en antesis, elegidas por el método de zig-zag en el terreno de ]]>
Aislamiento y selección de cepas de Azospirillum
Las raíces ]]>
La caracterización de Azospirillum se hizo con base a la morfología colonial y microscópica (Krieg y Döbereiner 1984), mientras que la selección de cepas por actividad de la enzima nitrogenasa (N’asa) mediante el método de actividad reductora de acetileno. Una asada por cultivo se ]]>
A partir de la suspensión bacteriana agitada, se distribuyeron ]]>
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Siembra de maíz e inoculación de cepas de Azospirillum en maíz
En experimento preliminar se eligió la solución nutritiva Lefebvre modificada (Tirado 1987) y arena de río de 1,7 mm de diámetro como sustrato, con base al efecto en el crecimiento y ]]>
Las macetas se desinfectaron con formaldehido (0,1%) frotado con algodón y alcohol (90%) asperjado, y cubiertas en el exterior con papel de estrasa; se colocó un tubo de cristal para el riego y se agregaron 2 kg de sustrato. Las semillas se sumergieron diez segundos en etanol para su desinfestación y se lavaron con agua ]]>
Al décimo ]]>
Efecto de cepas de Azospirillum y actividad nitrogenasa (N’asa)
Volumen radical. Obtenido por el desplazamiento del nivel de agua destilada ejercido por la raíz, introducida en una probeta de cristal y volumen conocido. Se emplearon dos repeticiones.
Población de Azospirillum en la raíz. Previa limpieza con agua destilada, las raíces cosechadas se dividieron en zonas basal, media y apical antes de cortar en fragmentos; de cada zona se eligieron diez segmentos, enseguida fueron esterilizados superficialmente y sembrados en el medio semigelificado DNfB por siete días, en los que se apreció el crecimiento y manifestación característicos de Azospirillum. Finalmente, se elaboraron diluciones de 10-4 a 10-8 y se hizo el recuento de la carga bacteriana en la cámara Petroff-Hausser.
Actividad nitrogenasa. Después de separadas, las raíces de tres repeticiones se introdujeron en contenedores de polietileno de 1,370 ml; una vez selladas las tapas, a través del diafragma fijo de hule, se recuperó con acetileno 10% del aire extraído. Después de 24 h de incubación se reservaron 5 ml del contenido en tubos vacutainer, de los cuales 0,5 ml ]]>
Análisis estadístico
El diseño de ]]>
Resultados y discusión
Selección de cepas de Azospirillum
Los valores de la actividad de la enzima N’asa (en nmol C2H4/planta/24 h) registrados por las cepas, estuvieron en función de la procedencia de la planta: Teocintle de 0 a 149,45; Palomero Toluqueño de 0 a 3,65; Cacahuacintle de 0 a 151,19; Cónico de 0 a 95,6; Chalqueño de 0 a 281,51; H-28 de 0 a ]]>
Volumen radical
La inoculación de las cepas de Azospirillum disminuyó significativamente el volumen de la raíz (en cm3) de las variedades de maíz (Figura 1), lo que representó una reducción de 38 a 45% entre el grupo de cepas inoculadas respecto a la fertilización química nitrogenada de maíz con 60 y 120 kg/ha como testigos. Esta respuesta es una evidencia de la dependencia que el cultivo de maíz ha desarrollado por los fertilizantes químicos, demostrado por Riedell (2010), quien afirma que la respuesta sinérgica entre la acumulación de materia seca y la concentración de nitrógeno, resulta del mayor crecimiento y actividad de la raíz al aumentar la proporción de fertilizante nitrogenado en el suelo. Situación semejante ocurrió entre Azospirillum zeae N7 y maíz, donde se denota la ausencia de efectos estadísticos significativo en el rendimiento con respecto al empleo de 55 y 110 kg/ha de nitrógeno (Menhaz et al. 2010). ]]>
En la Figura 1 también se aprecia que la mejor respuesta en el volumen radical por la inoculación, se presentó con las cepas aisladas de Teocintle, Palomero Toluqueño, Cacahuacintle, Chalqueño y SP59, aunque los valores fueron estadísticamente iguales al testigo absoluto (0 kg de N/ha). La disminución del volumen de la raíz por la inoculación de Azospirillum, como en nuestro caso para maíz, ha sido común en arroz (Cassan et al. 2009), trigo (Steenhoudt y Vanderleyden 2000), Sorghum bicolor y S. sudanese (Morgenstern y Okon 1987). Las razones que surgen para este tipo de respuesta, sugieren una variación en los carbohidratos y otras fuentes de energía exudadas o de sustancias inhibidoras del crecimiento (Kipe-Nolt et al. 1985), crecimiento abundante de pelos radicales en la zona meristemática y de elongación de la raíz (Lerner et al. 2005). Además, Azospirillum depende de la nutrición balanceada y metabolismo de la planta, y las diversas especies y cepas responden a un espectro de atrayentes que se correlacionan con la calidad de los exudados radicales típicos de la rizósfera, donde el mejor atrayente representa el mejor sustrato de crecimiento (Alexandre et al. 2000). De esta forma, el comportamiento de Azospirillum reflejaría el ambiente en el que actúa (suelo y rizosfera); sin embargo, el sustrato de crecimiento experimental para la interacción planta- Azospirillum consistió de un sustrato inerte, distinto a un suelo en el que normalmente tiene lugar la fijación asociativa de nitrógeno.
Si bien las diferencias estadísticas significativas del volumen radical se presentaron al interactuar la cepas de Azospirillum con las variedades de maíz Palomero Toluqueño, Cacahuacintle y Cónico, la ausencia de efectos estadísticos significativos en la interacción de cepas y maíces Chalqueño y H-28 (Figura 2), demostraría la utilidad de Azospirillum como biofertilizante para promover el crecimiento de la raíz de maíz. Esta interacción también otorga créditos que favorecen la asociación entre cepas de Azospirillum (sin importar la variedad de maíz de la cual se obtuvo) y maíces que se consideran de menor antigüedad en la escala de aparición genética y de aprovechamiento agrícola en el centro de México. Este resultado también sustenta parte de la afinidad que se plantea demostrar en el estudio, en particular entre Chalqueño y cepas aisladas de las variedades de maíz y teocintle.
Producto de la inoculación cruzada de Azospirillum en las variedades de maíz, son las evidencias estadísticas altamente significativas registradas en el volumen de la raíz (Cuadro 2), que consigna un aumento en la raíz de maíz Chalqueño al ser inoculado con las cepas de Azospirillum Teocintle, Cónico, Chalqueño y cepa Testigo-SP. De particular importancia es el mayor tejido radical del maíz Chalqueño al asociarse con la cepa aislada de Chalqueño y que comprueba, además, la existencia de una afinidad en este tipo de relación biológica y la posibilidad de mantenerse al operar bajo la inoculación de cepas de Azospirillum aisladas de Teocintle y maíz Cónico y con la cepa testigo. En la literatura no aparece información de trabajos y resultados semejantes, pero el efecto aditivo de Pseudomonas y Azospirillum estudiado por Faggioli et al. (2008), reflejó una proporción de raíces 25% mayor que la parte aérea de maíz.
Población de Azospirillum en la raíz
Del espectro de diluciones desarrollado, se tomó a la población presente x 10-4 (Cuadro 3) para la discusión. En este cuadro se aprecia un número variable de bacterias en las raíces de las variedades de maíz. No obstante, la mayor consistencia en el número se encontró al asociarse la cepa H-28 de Azospirillum con los maíces Chalqueño, H-28 y Cónico, entre los cuales se establece una relación afín, además de un efecto homólogo de la cepa con el maíz H-28. También explicaría un reconocimiento regresivo de la bacteria en maíces que, de alguna manera, le brindaron las condiciones de crecimiento y adaptación, producto de la evolución que las vincula y permite interactuar y mantenerse en número suficiente para sobrevivir y desarrollarse en los tiempos actuales. En cambio, Elbeltagy et al. (2001) estimaron que el recuento de colonias de bacterias promotoras del crecimiento sobre la superficie, fue significativamente mayor (p<0,05) dentro de raíces de arroz silvestre que en las variedades cultivadas.
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Este tipo de respuesta, se podría sustentar en la disponibilidad de compuestos orgánicos radicales exudados por la raíz (Pavinato et al. 2008) de los maíces genéticamente mejorados por el hombre e influidos por el ambiente, como lo prueban los mecanismos estables de colonización por la homología y afinidad descritas, en función de los microambientes en la rizósfera creados por el hospedero H-28 para la cepa H-28 de Azospirillum y respaldados por esta misma cepa en maíces Chalqueño y Cónico, e incluso Palomero Toluqueño. Al respecto, se ha argumentado que el número de azospirilas por cepa muestra buena capacidad para agregarse a la raíz e indican que Azospirillum brasilense Cd se establece al finalizar la fase vegetativa de trigo, con fundamento en la ausencia de células receptoras al inicio del ciclo (Madi y Henis 1989). Por el contrario, Bashan (1986) afirma que la inoculación de la semilla al momento de la siembra, o inmediatamente después de la emergencia de trigo, asegura el 80% de infección; en nuestro caso, la inoculación se practicó cuando el maíz tenía dos hojas fotosintéticamente activas.
Por otro lado, la respuesta que surge de la inoculación cruzada de las cepas Cacahuacintle de Azospirillum y maíz Palomero Toluqueño, podría encontrar explicación en la cercanía genética de éste con el Cacahuacintle, mientras que un potencial importante partiría de la relación biológica que ocurre entre Testigo-SP y Cacahuacintle, sin estar de por medio la evolución genética del maíz y el grado de desarrollo de la cepa.
Actividad nitrogenasa (N’asa)
La actividad N’asa de Azospirillum en raíces, expresa la relación estrecha que existe entre la población bacteriana y su localización y función en el sistema radical. La raíz de maíz Chalqueño presentó, en promedio, ca. 92% de infección con las cepas de Azospirillum probadas y la mayor afinidad se registró con las cepas Teocintle (100%) y Palomero Toluqueño (97%), mientras Cacahuacintle ofreció la menor oportunidad de infección a la bacteria (Cuadro 4). En este sentido, se considera que la colonización radical es un prerequisito para que las bacterias fijadoras de nitrógeno interactúen con las plantas (Kim et al. 2005). Nuestros resultados indican que las cepas de Azospirillum prefieren poblar la zona basal de la raíz (91% de infección) y disminuye con la profundidad radical media (86%) y apical de la raíz (84%); esto correspondería con la menor concentración de oxígeno y nitrógeno en el sustrato hidropónico. Dinámica poblacional que también fue encontrada por Baldani et al. (1986).
La técnica de reducción de acetileno permitió el reconocimiento entre la cepa de Azospirillum y variedad de maíz a través de la actividad N’asa (Cuadro 4). La mayor afinidad que deriva de los resultados de la N’asa, se encontraron al interactuar el maíz Chalqueño con las cepas HV-28, Palomero Toluqueño y Chalqueño, que las ubicaron 99,1, 98,9 y 98,5% por arriba de la N´asa que registró la cepa Testigo-SP, inoculada en la misma variedad de maíz. Esta respuesta indicaría que la mayor restricción de nitrógeno se presentó en el maíz Chalqueño y que esta desventaja sería mejor aprovechada por las cepas descritas para desarrollar mayor N’asa, y por lo tanto la intervención de un control genético de la cepa bajo condiciones limitantes de nitrógeno (Postgate 1982), semejante al modo en que opera A. brasilense (Pedrosa y Yates 1984).
En cambio, la cepa H-28 de Azospirillum aislada de un maíz recién liberado, precisamente inoculada en el maíz Chalqueño, tuvo N’asa promedio 109% superior que la cepa Testigo-SP (Cuadro 4). De este modo se podría hablar de un reconocimiento regresivo de la cepa por un maíz (Chalqueño) que, evolutivamente, antecedió a la variedad de la cual se aisló (H-28). Esta recesividad de la N’asa parece depender del control genético que ejercen las poblaciones sobre las líneas puras de maíz, inoculado con A. brasilense y A. lipoferum, y que también se repite entre genotipos de maíz (Marocco et al. 1985) y sorgo (Purushotaman y Oblisami 1985), dada la cantidad y calidad de los exudados radicales (Kipe-Nolt et al. 1985). Esto muestra la afinidad de cepas y plantas de maíz, que había sido advertido por Pecina-Quintero et al. (2005) y que, sin embargo, limita la posibilidad de elaborar un inoculante comercial confiable a base de Azospirillum (Bashan y Holguin, 1997). Algunas de las causas de estos resultados provienen, entre otras, de la capacidad de establecimiento de la bacteria y del genotipo hospedero (Chotte et al. 2002, Ramos et al. 2002).
Literatura citada
Akello, J; Dubois, T; Coyne, D; Kyamanywa, S. 2008. Effect of endophytic Beauveria bassiana on populations of the banana weevil, Cosmopolites sordidus and their damage in tissue-cultured banana plants. Entomologia Experimentalis et Applicata 129:157-165. [ Links ]
Alamri, SA; Mostafa, YS. 2009. Effect of nitrogen supply and Azospirillum brasilense Sp-248 on the response of wheat to seawater irrigation. Saudi Journal of Biological Sciences 16(2):101-107. [ Links ]
Alexandre, G; Greer, SE; Zhulin, IB. 2000. Energy taxis is the dominant behavior in Azospirillum brasilense. Journal of Bacteriology 182(21):6042-6048. [ Links ]
Aravind, R; Kumar, A: Eapen, SJ; Ramana, KV. 2009. Endophytic bacterial flora in root and stem tissues of black pepper (Piper nigrum L.) genotype: isolation, identification and evaluation against Phytophthora capsici. Letters in Applied Microbiology 48:58-64. [ Links ]
Baldani, VLD; de B. Alvarez, MA; Baldani, JI; Döbereiner, J. 1986. Establishement of inoculated Azospirillum spp. in the rhizosphere and in roots of field grown wheat and sorghum. Plant and Soil 90:35-46. [ Links ]
Bashan, Y. 1986. Enhancement of wheat root colonization and plant development by Azospirillum brasilense Cd, following temporary depression of rhizosphere microflora. Applied and Environmental Microbiology 51:1067-1071. [ Links ]
Bashan, Y; Holguin, G. 1997. Azospirillum-plant relationships: environmental and physiological advances (1990–1996). Canadian Journal of Microbiology 43:103–121. [ Links ]
Bashan, Y; Holguin, G; de-Bashan, LE. 2004. Azospirillum-plant relationships: physiological, molecular, agricultural and environmental advances (1997-2003). Canadian Journal of Microbiology 50(8):521-557. [ Links ]
Bashan, Y; de-Bashan, LE. 2010. Chapter Two. How the plant growth-promoting bacterium Azospirillum Promotes Plant Growth. A Critical Assessment Advances in Agronomy 108:77-136. [ Links ]
Boddey, RM; Döbereiner, J. 1988. Nitrogen fixation associated with grasses and cereals: recent results and perspectives for future research. Plant and Soil 108: 53-65. [ Links ]
Broun, FL; Lawrence, BI; McCoy, E. 2002. Root Nodule Bacteria and Leguminous Plants. Parallel Press. Uni- versity of Wisconsin, Madison, WI. USA. 320 p. [ Links ]
Caballero-Mellado, J. 1990. Potential use of Azospirillum in association with prickly pear cactus. In Proceedings of the First Annual Texas Prickly Pear Council. Kingsville, Texas. p. 14-21. [ Links ]
Cassan, F; Maiale, S; Masciarelli, O; Vidal, A; Luna, V; Ruiz, O. 2009. Cadaverine production by Azospirillum brasilense and its possible role in plant growth promotion and osmotic stress mitigation. European Journal of Soil Biology 45(1):12-19. [ Links ]
Cello, F; Bevivino, A; Chiarini, L; Fani, R; Paffetti, D; Tabacchioni, S; Dalmastri, C. 1997. Biodiversity of a Burkholderia cepecia population isolated from the maize rhizosphere at different plant growth stages. Applied Environmental Microbiology 63:4485-4493. [ Links ]
Chotte, J; Schwatzamann, A; Bally, R.; Monrozier, LJ. 2002. Changes in bacterial communities and Azospirillum diversity in soil fractions of a tropical soil under 3 or 19 years of natural fallow. Soil Biology and Biochemistry 34:1083-1092. [ Links ]
Correa, OS; Romero, AM; Montecchia, MS; Soria, MA. 2007. Tomato genotype and Azospirillum inoculation modulate the changes in bacterial communities associated with roots and leaves. Journal of Applied Microbiology 102:781-786. [ Links ]
Díaz-Zorita, M; Fernández-Canigia, MV. 2008. Field performance of a liquid formulation of Azospirillum brasilense on dryland wheat productivity. European Journal of Soil Biology 45(1):3-11. [ Links ]
Dobbelaere, S; Croonenborghs, A; Thys, A; Ptacek, D; Vanderleyden, J; Dutto, P; Labandera-Gonzalez, C; Caballero-Mellado, J; Aguirre, JF; Kapulnik, Y; Berner, S; Burdman, S; Kadouri, D; Sarig, S; Okon, Y. 2001. Responses of agronomically important crops to inoculation with Azospirillum. Australian Journal of Plant Physiology 28: 871-879. [ Links ]
Dobbelaere, S; Croonenborghs, A; Thys, A; Ptacek, D; Okon, Y; Vanderleyden, J. 2002. Effect of inoculation with wild type Azospirillum brasilense and A. irakense strains on development and nitrogen uptake of spring wheat and grain maize. Biology and Fertility of Soils 36(4):284-297. [ Links ]
Döbereiner, J; Day, DJ. 1974. Associative symbiosis in tropical grasses of microorganisms and dinitrogen fixing site. In Newton, W; Nyam, CJ. eds. Proceedings of the 1st. Inter- national Symposium on Nitrogen Fixation. Washington State University Press. Pullman, USA. 2:518-539. [ Links ]
dos Santos, AM; dos Santos, TKT; Kirchhof, G; Hartmann, A; Baldani, JI. 2005. Influence of soil and host plant crop on the genetic diversity of Azospirillum amazonense isolates. Pedobiologia 49(6):565-576. [ Links ]
Elbeltagy, A; Nishioka, K; Sato, T; Suzuki, H; Ye, B; Hamada, T; Isawa, T; Mitsui, H; Minamisawa, K. 2001. Endophytic colonization and plant nitrogen fixation by a Herbaspirillum sp. isolate from wild rice species. Applied and Environmental Microbiology 67: 5285-5293. [ Links ]
El-Tarabily, KA; Nassar, AH; Hardy, GESJ; Sivasithamparam, K. 2009. Plant growth promotion and biological control of Pythium aphanidermatum, a pathogen of cucumber, by endophytic actinomycetes. Journal of Applied Microbiology 106:13-26. [ Links ]
Faggioli, VS; Cazorla, CR; Vigna, A; Berti, MF. 2008. Fertilizantes biológicos en maíz. Ensayo de inoculación con cepas de Azospirillum brasilense y Pseudomonas fluorescens. INTA. Estación Experimental Agropecu- aria Marcos Suárez. Argentina. 4 p. [ Links ]
Fan, TW; Lane, AN; Pedler, J; Crowley, D; Higashi, RM. 1997. Comprehensive analysis of organic ligands in whole root exudates using nuclear magnetic resonance and gas chromatography-mass spectrometry. Annals of Biochemistry 251:57-68. [ Links ]
Gadagi, RS; Krishnaraj, PU; Kulkarni, JH; Sa, T. 2004. The effect of combined Azospirillum inoculation and nitrogen fertilizer on plant growth promotion and yield response of the blanket flower Gaillardia pulchella. Scientia Horticulturae 100 (1-4):323-332. [ Links ]
García de Salamone, IE. 2009. Ecophysiology of the response to Azospirillum inoculation of cereal crops in Argentina. Progress in the use of PGPR. 8th. International PGPR Workshop. May 17-22, 2009. Portland, Oregon, USA. p. 48. [ Links ]
García de Salamone, IE; Döbereiner, J; Urquiaga, S; Boddey, RM. 1996. Biological nitrogen fixation in Azospirillum strain-maize genotype associations as evaluated by 15N isotope dilution technique. Biology and Fertilizer of Soils 23: 249-256. [ Links ]
García, E. 1988. Modificaciones al sistema de clasificación climática de Köppen (para adaptarlo a las condiciones de la República Mexicana). Offset Larios, SA. México, D.F. México. 219 p. [ Links ]
Hamaoui, B; Abbadi, JM; Burdman, S; Rashid, A; Sarig, S; Okon, Y. 2001. Effects of inoculation with Azospirillum brasilense on chickpeas (Cicer arietinum) and faba beans (Vicia faba) under different growth conditions. Agronomie 21(6-7):553-560. [ Links ]
Hirsch, AM; Lum, MR; Downie, JA. 2001. What makes the rhizobia-legume symbiosis so special? Plant Physiology 127:1484-1492. [ Links ]
Kim, Ch; Kecskés, ML; Deaker, RJ; Gilchrist, K; New, PB; Kennedy, IR; Kim, S; Sa, T. 2005. Wheat root colonization and nitrogenase activity by Azospirillum isolated from crop plants in Korea. Canadian Journal of Microbiology 51:948-956. [ Links ]
Kipe-Nolt, JA; Avalakki, UK; Dart, PJ. 1985. Root exudation of Sorghum and utilization of exudates by nitro- gen-fixation bacteria. Soil Biology and Biochemistry 17:859-863. [ Links ]
Krieg, NR; Döbereiner, J. 1984. Genus Azospirillum. Berguey’s Manual of Systematic Bacteriology I. The Willams&Wilkins Co. Baltimore. p. 40. [ Links ]
LAMP (Latin American Maize Project). 1991. ARS-USDA, CIMMYT, Pioneer Hi-Bred International Inc. Univer- sidad Agraria La Molina (Perú). sp. [ Links ]
Lerner, A; Herschkovitz, Y; Baudoin, E; Nazaret, S; Moenne-Loccoz, Y; Yaacov Okon, Y; Jurkevitch, E. 2005. Effect of Azospirillum brasilense inoculation on rhizobacterial communities analyzed by denaturing gradient gel electrophoresis and automated ribosomal intergenic spacer analysis. Soil Biology and Biochemistry 38(6):1212-1218. [ Links ]
Lerner, A: Herschkovitz, Y; Baudoin, E; Nazaret, S; Moenne-Loccoz, Y; Okon, Y; Jurkevitc, E. 2006. Effect of Azospirillum brasilense inoculation on rhizobacterial communities analyzed by denaturing gradient gel electrophoresis and automated ribosomal spacer analysis. Soil Biology and Biochemistry 38:1212-1218. [ Links ]
Lodewyckx, C; Vangronsveld, J; Porteous, F; Moore, ERB; Taghavi, S; Mezgeay, M; van der Lelie, D. 2002. Endophytic bacteria and their potential applications. Critical Reviews in Plant Sciences 21(6): 583-606. [ Links ]
Madi, L; Henis, Y. 1989. Aggregation in Azospirillum brasilense Cd: conditions and factors involved in cell-to-cell adhesion. Plant and Soil 115: 89-98. [ Links ]
Marocco, A; Piana, L; Fogher, C; Vaciago, B. 1985. In vitro selection of maize to enhance association with nitro- gen fixing bacteria: preliminary results. Universita Cattolica del Sacro Cuore. Annales della Facolta de Agraria 25:47-53. [ Links ]
Martínez, BJE. 1986. Estudio de la relación Azospirillum lipoferum Sp 59 y Azospirllum sp. con cultivos de tejidos de maíz. Tesis de Ingeniero Agrónomo. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, estado de México. México. 154 p. [ Links ]
Mascarúa-Esparza, MA; Villa-González, R; Caballero-Mel- lado, J. 1988. Acetylene reduction and indoleacetic acid production by Azospirillum isolates from cactaceous plants. Plant and Soil 106:91-95. [ Links ]
Mayz-Figueroa, J. 2004. Fijación biológica de nitrógeno. UDO Agrícola 4(1):1-20. [ Links ]
Mehnaz, S; Kowalik, T; Reynolds, B; Lazarovits, G. 2010. Growth promoting effects of corn (Zea mays L.) bacterial isolates under greenhouse and field conditions. Soil Biology and Biochemistry 42(10):1848-1856. [ Links ]
Montañez, A; Abreu, C; Paul, R. Gill, PR; Hardarson, G; Sicardi, M. 2008. Biological nitrogen fixation in maize (Zea mays L.) by 15N isotope-dilution and identification of associated culturable diazotrophs. Biology and Fertility of Soils 45(3):253-263. [ Links ]
Morgenstern, E; Okon, Y. 1987. The effect of Azospirillum brasilense and auxin on root morphology in seedlings of Sorghum bicolor x Sorghum sudanense. Arid Soils Research and Rehabilitation 1:115-127. [ Links ]
Okon, Y; Labandera-Gonzalez, CA. 1994. Agronomic applications of Azospirillum: an evaluation of 20 years of worldwide field inoculation. Soil Biology and Bio- chemistry 26:1591-1601. [ Links ]
Ortega-Paczka, RA; Sánchez, GJJ; Castillo GF; Hernández CJM. 1991. Estado Actual de los Estudios sobre Maíces Nativos de México. In Ortega, PARA; Palomino, HG; Castillo, GF; González, HVA; Livera MM. eds. Avances en el Estudio de los Recursos Fitogenéticos de México. Sociedad Mexicana de Fitogenética, A. C., Chapingo, edo. de México. México. p. 161-185. [ Links ]
Pavinato, PS; Merlin, P; Rosolem, CA. 2008. Organic compounds from plants extracts and their effect on soil phosphorus availability. Pesquisa Agropecuaria Brasileira 43(10):1379-1388. [ Links ]
Pecina-Quintero, V; Díaz-Franco, A; Williams-Alanís, H; Rosales-Robles, E; Garza-Cano, I. 2005. Influencia de fecha de siembra y biofertilizantes en sorgo. Revista Fitotecnia Mexicana 28(4):389-392. [ Links ]
Pedrosa, FO; Yates, MG. 1984. Regulation of nitrogen fixation (nif) genes of Azospirillum brasilense by nif-A and ntr (5 ln) type genes products. FEMS Microbiology Letters 23:95-101. [ Links ]
Penot, I; Berges, N; Guiguene, C; Fages, J. 1992. Characterization of Azospirillum associated with maize (Zea mays L.) in France using biochemical tests and plasmid profiles. Canadian Journal of Microbiology 38:798-803. [ Links ]
Pereyra, CM; Ramella, NA; Pereyra, MA; Barassi, CA; Creus, CM. 2010. Changes in cucumber hypocotyl cell wall dynamics caused by Azospirillum brasilense inoculation. Plant Physiology and Biochemistry 48(1): 62-69. [ Links ]
Postgate, JR. 1982. The fundamentals of Nitrogen fixation. Cambridge University Press. p. 60-102. [ Links ]
Purushothaman, D; Obisami, G. 1985. Sorghum cultivars differ in nitrogen fixation. News Letter 14:2. [ Links ]
Ramos, HJO; Roncato-Maccari, LDB; Souza, EM; Soares-Ramos, JRL; Hungria, M; Pedrosa, FO. 2002. Monitoring Azospirillum-wheat interactions using the gfp and gusA genes constitutively expressed from a new broad-host range vector. Journal of Biotechnology 97:243-252. [ Links ]
Riedell, WE. 2010. Mineral nutrient synergism and dilution responses to nitrogen fertilizer in field grown maize. Journal of Plant Nutrition and Soil Science 173:869-874. [ Links ]
Roesch, LFW; Camargo, FAO; Bento, FM; Triplett, EW. 2008. Biodiversity of diazotrophic bacteria within the soil, root and stem of field-grown maize. Plant and Soil 302(1-2):91-104. [ Links ]
Sánchez GJ; Goodman, MM; Stuber, CW. 2000. Isozymatic and morphological diversity in the races of maize of Mexico. Economic Botany 54(1):43-59. [ Links ]
Sapak, Z; Meon, S; Ahmad, ZAM. 2008. Effect of endophytic bacteria on growth and suppression of Gano- derma infection in oil palm. International Journal of Agriculture and Biology 10:127-132. [ Links ]
Sevilla, M; Burris, RH; Gunapala, N; Kennedy, C. 2001. Comparison of benefit to sugarcane plant growth and 15N2 incorporation following inoculation of sterile plants with Acetobacter diazotrophicus wild-type and Nif_ mutant strains. Molecular Plant-Microbe Interac- tions 14:358-366. [ Links ]
Somesagaran, P; Hoben, H; Halliday, J. 1981. Ejercicios prácticos en tecnología de Rhizobium-leguminosas. Curso Internacional en Tecnología de Rhizobium. Colegio de Postgraduados. Chapingo, estado de México. México. 87 p. [ Links ]
Steenhoudt, O; Vanderleyden, J. 2000. Azospirillum, a free-living nitrogen-fixing bacterium closely associated with grasses: genetic, biochemical and ecological aspects. FEMS Microbiology Reviews 24:487-506. [ Links ]
Tien, TM; Gaskins, MH; Hubbell, DH. 1979. Plant growth substances produced by Azospirillum brasilense and their effect on the growth of Pearl Millet (Pennisetum americanum L.). Applied and Environmental Microbiology 37:1016-1024. [ Links ]
Tirado, TJL. 1987. Contribution a L’etude des activites glutamine sintetase et glutamato deshidrogenase comme marquers du metabolisme azote ches la feville de soja. Docteur d’etat mention sciences. University des Sciences et Techniques du Languedoc Montpellier, France. 205 p. [ Links ]
Wani, SP; Chandrapalaih, S; Dart, PJ. 1985. Response of pearl millet cultivars to inoculation with nitrogen-fixing bacteria. Experimental Agriculture 21:175-182. [ Links ]
Wellhausen, EJ; Roberts, LM; Hernández XE; PC Mangelsdorf. 1985. Razas de maíz en México: Su origen, características y distribución. In Hernández, XE. ed. Xolocotzia Vol. II. Revista Geografía Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, estado de México. México. p. 609-750. [ Links ]
Wright, DL; Newman, YC; Whitty, EB. 2008. Inoculation of Agronomic Crop Legumes. SS-AGR-154 Series, Florida Cooperative Extension Service. Institute of Food and Agricultural Sciences. Agronomy Department, University of Florida. Consultado 10 set. 2010. Disponible en http://edis.ifas.ufl.edu. [ Links ]
*Correspondencia a: José Antonio Rangel-Lucio, Javier Zaragoza Castellanos-Ramos & Estéfana Alvarado-Bárcenas: Instituto Tecnológico de Roque. Apartado. Postal 58. CP 38,000. Celaya, Guanajuato, México. arangel_l@yahoo.com; arangel_l@yahoo.com; javier.castellanos.ramos@gmail.com; estefana3@hotmail.com María de las Nieves Rodríguez-Mendoza & Ronald Ferrera-Cerrato: Colegio de Postgraduados. km. 36.5 Carr. México-Veracruz. CP 56,230. Montecillo, Texcoco, edo. de México, México. México. marinie@colpos.mx; ronaldfc@colpos.mx Rosa María Ramírez-Gama: Universidad Nacional Autónoma de México. Facultad de Química. Laboratorio de Microbiología Experimental. Ciudad Universitaria. México, DF. México. rrgama@correo.unam.mx
