H. Reyes-Bustamante1 A.A.Ortega-Salas2
Recibido 28-VIII-1998. Corregido 6-IV-1999. Aceptado 10-V-1999.
Abstract
Hippocampus ingens was cultured under controlled laboratory conditions (aquarium and in a seawater pond) for nine weeks using rotifers as food. Daylight seawater temperature was 23.3 -29.0 °C, oxygen 3.6-8.7 mg/l, pH 8.5- 9.1, salinity 36-38 o/oo, and turbidity 35-50 cm. In aquarium mean length of hatched larvae was 0.69 cm (increased to 1.4 cm at the end of the first week).The length-weight relationship was W = 0.0025 L 2.9842 n = 112 r = 0.98, where W: weight (g) and L: length (cm). Total growth estimated through nine weeks was L = 0.7804 (T) - 0.2732 n = 7 r = 0.99, where L: length (cm) and T: time in weeks. The growth rate was 0.7804 cm per week. The survival rate was 84% with a crop of 3 332 juveniles.
Key words
Hippocampus ingens, experimental culture, Mexican Pacific Ocean.
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Mi (1992) describió el cuidado y reproducción de Hippocampus kuda en condiciones de cultivo y encontró que el macho puede incubar de 20 a l 000 huevos en un período de 20 a 28 días. Vincent (1994) mencionó que se usa en la fabricación de medicinas, sustancias afrodisiacas, alimento y en acuarismo. También estudió la conducta de cortejo y apareamiento in situ del Hippocampus whitei. Ambas contribuciones se pueden aplicar al cultivo para mejorar las condiciones de apareamiento y obtener mayor número de larvas.
H. ingens, vive en las praderas marinas de la Bahía de Mazatlán, México. El cultivo experimental del caballito marino, se puede proyectar a escala comercial (Tellez et al. 1997). Por lo que es necesario, desarrollar técnicas que conduzcan al manejo integral del cultivo, en condiciones controladas de laboratorio y de estanquería.
Materiales y Métodos
Mazatlán (23º 04´ 25´´ y 23º 50´ 22´ N, 105º 56´ 55´´ y 106º 37´ 10´´ W. Tiene un clima cálido subhúmedo, precipitación media anual 748 mm, y temperatura de 25 º C.
Obtención de reproductores: Se capturaron cinco machos mediante buceo libre a una profundidad promedio de 2 m y a una distancia de 10-50 m de la línea de playa de las tres islas y en la zona del canal del embarcadero. Se transportaron en recipientes aireados con agua del mismo lugar, a una temperatura promedio de 28 °C y un pH de 7-8. Se colocaron en un acuario de 200 l. Y se les alimentó con Artemia franciscana. Mediante sifoneo se retiraron diariamente las partículas de desecho y se repuso el volumen de agua extraído.
Tratamiento de agua marina: El agua pasó por a) un filtro que retiene partículas en suspensión hasta de 1 mm de tamaño. b) un filtro de carbón activado. c) un sistema de luz ultravioleta (u.v.) el cual destruye los microorganismos. d) se esterilizó con 0.5 ml/l de hipoclorito de sodio al 5% y se emplearon 60 mg/l de tiosulfato de sodio para neutralizar el cloro libre una hora después que se agregó.
Alimentación:Se utilizó el método de Mathliessen and Toner (1966) y el medio de cultivo Bayfolan. Se cultivó Chaetoceros calcitrans, Tetraselmis suecica, Dunaliella tertiolecta e Isocrisis sp.
Los rotíferos (Brachionus plicatilis) se cultivaron con el método de Batch y la técnica de Teheilacker y Master (1971); se alimentaron con cultivos puros de C. calcitrans, T. suecica, y Dunaliella tertiolecta. ]]>
Se eclosionaron quistes de A. franciscana de la marca Biomarine Acuafauna, cepa GCL, con una eclosión del 90%. Los quistes fueron descapsulados mediante la técnica de Sorgeloos et al. (1977). Las condiciones de incubación fueron: pH 8.2, temperatura 28 ºC y salinidad 35 o/oo.Los primeros tres o cuatro días se alimentaron las larvas con rotíferos a densidades de 10-20/ml, en cultivos mixtos con microalgas a una densidad de 250 000-500 000 cel/ml de las especies mencionadas anteriormente. Posteriormente, del día cuatro al seis, fueron alimentadas con copépodos, y los día seis y siete con nauplios de A. franciscan
Cuadro 1
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| Días | | | | |
| 1 | | | | |
| 2 | | ]]> 10 – 20 / ml | | |
| 3 | | | | |
| 4 | | | | ]]> |
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| 6 | | | | |
Preparación del estanque de cultivo:Se usó un estanque de cemento al aire libre junto al mar, de 10 X 10 X 1.20 m. La preparación del estanque se hizó con 15 días de anticipación. Se llevaron a cabo las siguientes medidas profilácticas: lavado total y secado por 24 hrs, encalado con 2 kg de cal hidratada por 24 hrs. Se bombeó agua de la bahía hasta un nivel a 60 cm, posteriormente se fertilizó con 500 g de Bayfolan y se inoculó con 200 l de cada una de las microalgas T. suecica y C calcitrans a densidades de 1.5 X 10 6 cels/ml.Se subió el nivel del agua a 1.2 m. Ocho días después se sembraron los nauplios de A. frnaciscana recién eclosionados a una densidad final de 5-10 org/l. ]]>
Los recambios de agua fueron del 10-20%, cada dos o tres días; con el fin de que los parámetros hidrológicos se mantuvieran estables. La profundidad del agua se mantuvo a 1.20 m para evitar el calentamiento de la columna de agua.La fertilización, suministro de microalgas, A. franciscana y copépodos, se efectuó cada ocho días (Cuadro 3).
Cuadro 3
Frecuencia de fertilización, número de litros de microalgas, número de nauplios de A. franciscana y de copépodos por m 3
en el estanque exterior.
Table 3
Frequency of fertilisation, number of litres of microalgae, number of nauplii of A. franciscana and copepods /m 3.
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| | No. de veces | | | |
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| | | ]]> 15 | | |
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| | | ]]> 15 | | |
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| | | ]]> 15 | | |
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Determinación de los parámetros hidrológicos:Los muestreos hidrológicos se hicieron cada tres días a partir de la fecha de introducción de los alevines.
La temperatura se midió con un termómetro de mercurio al ± 1 ºC, la salinidad con un refractómetro American Optical al ± 1 o/oo, la concentración de oxígeno disuelto con un oxímetro, el pH con un potenciómetro Corning al ± 1 y la turbidez con un disco de Secchi. ]]>
Los caballitos se capturaron, mediante arrastres de fondo en los cuatro lados del estanque, con un cucharón de luz de malla de 1 000 mm Se tomó una submuestra de 40 organismos. Se registró la longitud total (L) ± 1mm y peso total (p) ± 1 g de cada uno.La mortalidad se determinó contando los organismos al inicio y al final del cultivo.
La relación peso-longitud se obtuvo con el método de los mínimos cuadrados
P = a L b, donde P: peso total L: longitud total a: intercepto con el eje de la Y y
b: pendiente.
Resultados
Los cinco caballitos machos capturados tuvieron una longitud de 18.9-20.3 cm y un peso de 25.1-26.5 g. Cuatro liberaron sus larvas en cinco días con 1 450, 1 200, 1 600 y 1 600, con un promedio de 1 462 larvas.
Crecimiento y sobrevivencia: En los acuarios, la primera semana, la longitud promedio de las larvas al nacer fue de entre 0.68 y 0.69 cm, esta longitud aumentó a 1.4 cm al final de la primera semana. La sobrevivencia fluctuó entre 60 y 80%. (Cuadro 2).
A) Longitud total promedio inicial y final de la primera semana. B) Número total de larvas inicial y final de H. ingens
cultivados en acuarios de 200 l durante la primera semana.
Table 2
A) Total initial and final length. B) Initial and final numbers of larvae of H. ingens cultured in 200 l aquaria during the first week.
| A) Talla / lote | | | ]]> 3 | |
| Inicial (cm) | | | | |
| Final(cm) | | | | |
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| B) Número/ lote | | | | |
| Inicial | | | ]]> 1 600 | |
| Sobrevivencia | | | | |
Estanque de cultivo: Durante las horas del día, la temperatura varió de 23.3 a 29.0 °C, el oxígeno de 3.6 a 8.7 mg/l, el pH de 8.5 a 9.1, la salinidad de 36 a 38 o/oo y la turbidez de 35 a 50 cm.
Mortalidad:De un total de 3 950 ejemplares sembrados en el estanque exterior de 100 m3, se cosecharon 3 332 ejemplares juveniles al final de la novena semana (mortalidad 16%).
Relación peso-longitud:La Fig. 1, muestra que la relación peso-longitud en las primeras nueve semanas, esta dada por la siguiente ecuación: P = 0.0025 L 2.9842 n = 112 r = 0.98.
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Crecimiento: Tras nueve semanas (Fig. 2) el crecimiento en longitud se considera lineal y esta dado por la siguiente ecuación: L = 0.7804 (T)-0.2732 n = 7 r = 0.99. La tasa de crecimiento fue de 0.7804 cm por semana.
El crecimiento promedio en peso por semana, se calcula utilizando la ecuación de la relación peso-longitud, es decir si en la sexta semana la longitud es de 4.4 cm el peso será de 0.208 g.
Por diferentes razones de la octava semana a la novena el suministro de alimento fue mínimo, por lo que se nota claramente una disminución en longitud y peso promedios.
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Discusión
La temperatura recomendable para la mayoría de las especies de caballito de mar varia de 20 a 30 °C, aunque soportan desde 5 a 40 °C (Vincent 1994). En este trabajo la temperatura en el día fluctuó de 23.3 a 29.0 °C.
Los caballitos de mar son eurihalinos (8 a 40 o/oo). Los juveniles pueden sobrevivir hasta en 15 o/oo, los adultos en 8 0/00 (Minelli 1985; Anónimo 1990). En este trabajo la salinidad fluctuó de 36 a 38 o/oo, en la parte superior del ámbito.
El oxígeno debe superar los 3 ml/l, principalmente durante los períodos de incubación (Anónimo 1990). Aquí fluctuó entre 3.6 a 8.7 mg/l, que está arriba del mínimo. La aireación fina afecta considerablemente a los alevines provocandoles muerte por flotación.
Al nacer H. ingens mide 0.74 cm (Correa et al. 1989) en este trabajo midió 0.69 cm, posiblemente por las condiciones experimentales. Graff (1968) mencionó que H. zosterae midió 1.5 cm al nacer y Minelli (1985) informó 3.0 para H. Hippocampus..
El número de larvas varía de 200 a 1 600 en H. ingens y de 150 a 600 larvas en H. guttulatus (Axelrod et al. 1969). Pivnicka y Cemy (1991) mencionaron que H. hippocampus produce entre 100 y 300 larvas. En este trabajo el número de larvas varió de 1 200 a 1 600, lo que es un valor alto.
La tasa de crecimiento fue menor a la informada por otros autores. Después de un mes, la longitud promedio de H. erectus es superior a 3 cm y aumenta a casi 10 cm con un mes adicional (Correa et al. 1989) y otras especies es de 3 a 7 cm al mes de edad, todas superiores a la registrada en este estudio que fue cercano a 2.7 cm en promedio. Después de dos meses H. ingens alcanzó una talla promedio superior a los 6.3 cm, cercana a los 7 a 10 cm mencionados por Correa et al. (1989). Probablemente, se debió ofrecer más alimento. Se recomienda tener cultivos de apoyo para garantizar que haya suficiente alimento disponible (Fabré (1968); Axelrod et al. (1969); Correa et al. (1989); y Anónimo(1990))
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Agradecimientos
Se agradece a K. L. Morán S, D. Medina G. y V. Tellez M. su valiosa participación en este trabajo.
Resumen
Cultivo del Hippocampus ingens en condiciones controladas de laboratorio y de estanque en 9 semanas. Se les alimentó con rotíferos la primera semana Durante las horas de día, la temperatura del agua, varió de 23.3 -29.0 °C, el oxígeno de 3.6-8.7 mg/l, el pH de 8.5-9.1, la salinidad de 36-38 o/oo y la turbidez de 35-50 cm. En el acuario la longitud promedio de las larvas al nacer fue de 0.69 cm, ésta aumentó a 1.4 cm al final de la primera semana. La relación peso-longitud en el estanque exterior fue P = 0.0025
L 2.9842 n = 112 r = 0.98 donde P: peso (g) y L: longitud (cm). El crecimiento total en nueve semanas fue:
L = 0.7804 (T)-0.2732 n = 7 r = 0.99 donde L: longitud (cm) y T: tiempo en semanas. La tasa de crecimiento fue de 0.7804 cm por semana. La sobrevivencia fue de 84% con una cosecha de 3 332 juveniles. ]]>
Referencias
Anónimo. 1990. Brief introduction to mariculture of selected species in China. National Inland Fisheries Institute, Kasetsat University, Campus Bangkhen, Bangkok, Tailandia (UNDP/FAO) 50 p. [ Links ]
Axelrod, H., W. Burges & C.Emmens. 1969. Exotic marine fishes. TFH, Neptune, Nueva Jersey 265 p. [ Links ]
Correa, M, K. S Chung & R. Manrique. 1989. Experimental culture of the sea horse, Hippocampuserectus. Bol. Inst. Oceanogr. Venezuela 28: 91 -196. [ Links ]
Fabré, H. 1968. El Acuario. Daimon, Barcelona. 383 p. [ Links ]
Graff, F. 1968. Marine Aquarium Guide. Pet Libray, TFH, Neptune, Nueva Jersey p 475. [ Links ]
Mathliessen, G.C. & R.C. Toner. 1966. Possible methods of improving the shelfish industry of marthas Dukes Country, Massachusetts. Marine Research Foundation Edgartown, Massachussets. 138 p. [ Links ]
Mi, P. T. 1992. Raising the sea horse Hippocampus kuda. Russ. J. Mar Biol. 18: 93-96. [ Links ]
Minelli, A. 1985. Nueva enciclopedia del reino animal, Univ. Padua, Italia. 2 180 p. [ Links ]
Pivnicka, K & K. Cemy. 1991.El gran libro de los peces. Susaeta, Madrid. 304 p. [ Links ]
Sorgeloos, P., E. Bossuyt, E. Lavinia, M. Baeza-Mesa & G. Persoone. 1977. Decapsulation of Artemia cyst. A comparative study. Aquacult. Eng. 1: 263-273. [ Links ]
Teheilacker, G. & M M C. Master 1971. Mass culture of the rotífer Brachionus plicatilis and its evaluation as a food for larval anchovies, Mar. Biol. Bull. 10: 183-188. [ Links ]
Tellez M, V., K. L. Moran S. & D. Medina G. 1997. Cultivo experimental del caballito marino Hippocampus ingens (Girard, 1859), en condiciones semicontroladas. Tesis Lic. Fac. Cienc. Mar. Univ. Atónoma. Sin. México 53 p. [ Links ]
Vincent, A. 1994. The improbable Sea horse. Nat. Geogr. 186: 126-140. [ Links ]
1 Facultad de Ciencias del Mar, UAS. Correo electrónico: hreyes@internet.tecno.net
2 Instituto de Ciencias del Mar y Limnología, UNAM. Ap. Post. 70-305. México 04510, D.F. Fax: (5) 616-07-48 Tel: (5)622-57-83
Correo electrónico: ortsal@mar.icmyl.unam.mx ]]>
