Crecimiento de Casuarina equisetifolia (Casuarinaceae) en suelo con diésel, y aplicación de bioestimulación y bioaumentación Casuarina equisetifolia (Casuarinaceae) growth in soil with diesel and application of biostimulation and bioaugmentation
María Esther Díaz-Martínez1*, Alejandro Alarcón1, Ronald Ferrera-Cerrato1, Juan José Almaraz- Suarez1 & Oscar García-Barradas2*
*Dirección para correspondencia: Abstract ]]>
Phytoremediation is an ecologically sound biotechnology directed to cleaning up contaminated soils. The study of tree species to treat petroleum contaminated soils is scarce; moreover, the combination of phytoremediation with bioaugmentation and biostimulation processes is also limited. Thus, this work evaluated the effects of the inoculation of Glomus intraradices, a bacterial consortium (M2BOS1-R2 and M2BOSI-F4) and Trichoderma viride, on the growth of Casuarina equisetifolia, fertilized with Floranid® or Triple 17, when sown in a diesel-contaminated soil (7 500mg/kg). The factorial experiment 2x5x3 included 30 treatments with 10 replicates in a completely randomized design under greenhouse conditions for 120 days. Diesel significantly diminished plant height, total biomass, and plant index quality (PIQ). Glomus or bacterial consortium significantly increased plant height, total biomass and PIQ when compared to the inoculation of the three microorganisms or to the control. Floranid had negative effects on plant growth and PIQ at diesel contamination. Fertilization with Triple 17 combined with the three microorganisms stimulated plant growth in the absence of diesel, whereas in the presence of this contaminant the treatments combining Triple 17 with the bacterial consortium or with Trichoderma had better plant growth and PIQ. Mycorrhizal colonization was inhibited due to diesel contamination, and especially when Floranid was applied. The fertilizer Triple 17 (biostimulation) combined with the beneficial microorganisms (bioaugmentation) improved growth responses of C. equisetifolia in diesel-contaminated soil.
La fitorremediación es una biotecnología ecológicamente racional que está dirigida a la limpieza de suelos contaminados; sin embargo, el estudio de especies arbóreas para la fitorremediación de suelos con hidrocarburos del petróleo es limitado. Más aún, la combinación de la fitorremediación con procesos de bioaumentación y bioestimulación es también limitada. Por lo anterior, este estudio evaluó el efecto de la inoculación de Glomus intraradices, un consorcio bacteriano (M2BOS1-R2 y M2BOSI-F4) y Trichoderma viride en el crecimiento de plantas de Casuarina equisetifolia L. fertilizadas con Floranid® o Triple 17, en suelo contaminado con diésel (7 500mg/kg). El experimento factorial 2x5x3 incluyó 30 tratamientos y 10 repeticiones, distribuidos completamente al azar en invernadero, durante 120 días. El diésel disminuyó significativamente la altura, la biomasa total y el índice de calidad (ICP) de planta. Glomus o las bacterias aumentaron significativamente la altura, la biomasa seca total y el ICP con respecto al tratamiento sin inocular o con la triple inoculación. El Floranid redujo el crecimiento vegetal y el ICP, en presencia de diésel. El Triple 17 combinado con los tres microorganismos produjo mayor crecimiento vegetal en ausencia de contaminación, pero en presencia de diésel, el Triple 17 combinado con bacterias o con Trichoderma, estimuló la biomasa seca total y el ICP. La colonización micorrízica fue inhibida por el diesel, especialmente con la fertilización del Floranid. El Triple 17 (bioestimulación) combinado con los microorganismos (bioaumentación), favoreció el crecimiento de Casuarina en suelo contaminado con diésel.
Palabras clave: fertilizantes inorgánicos, consorcio bacteriano, Glomus, Trichoderma, fitotoxicidad. El petróleo es una mezcla de hidrocarburos que representa una de las principales actividades industriales de México (Primo 1996, Pardo et al. 2004), destacando la producción de diesel con 337 millones de barriles diarios (PEMEX 2010). A pesar de su importancia económica y social, la industria petrolera colateralmente genera problemas de contaminación del suelo causados principalmente por la falta de mantenimiento de instalaciones petroleras, explosiones de alto riesgo en instalaciones y fugas en las líneas de conducción (Jiménez 2002). ]]>
Una vez depositados en el suelo, los hidrocarburos del petróleo se acumulan y forman una capa hidrofóbica, induciendo la fragmentación de los agregados; de igual manera, causan la reducción y la inhibición de la cobertura vegetal, y modifican las poblaciones microbianas del ambiente edáfico (López-Martínez et al. 2005, Adams & Morales-García 2008).
Las técnicas de remediación de suelos contaminados representan un conjunto de operaciones que alteran la composición del contaminante a través de acciones químicas, físicas o biológicas (Harrison 1999). La biorremediación muestra ventajas con respecto a los métodos físicos y químicos debido a su bajo costo (Volke & Velasco 2002), y se centra en explotar la diversidad genética y versatilidad metabólica de los microorganismos, para transformar contaminantes e integrarlos a los ciclos biogeoquímicos naturales (Garbisu et al. 2002).
La biorremediación mediante técnicas in situ se desarrolla satisfactoriamente con la aplicación de bioestimulación y de bioaumentación (Castillo et al. 2005). La bioestimulación modifica las condiciones del suelo al facilitar la proliferación y la actividad de los microorganismos nativos a través de la adición de nutrientes, aceptores de electrones, surfactantes, o bien, oxígeno al suelo (Castillo et al. 2005, Singh et al. 2011). Así, la aplicación de fertilizantes orgánicos e inorgánicos favorece la degradación de hidrocarburos de petróleo en suelos (Pardo et al. 2004). Como ejemplo, la fertilización con N-P-K (15-15-15) en suelo contaminado con petróleo fue factor importante en la bioestimulación de la actividad microbiana y en el crecimiento de las plantas, favoreciendo con ello la degradación de petróleo crudo (55%), en comparación con el suelo sin la fertilización (29%) (Ubochi et al. 2006).
La bioaumentación por su parte, consiste en adicionar microorganismos alóctonos o modificados genéticamente con capacidad de degradar contaminantes orgánicos (Volke & Velasco 2002, Castillo et al. 2005). Este método se utiliza en suelos contaminados cuando la microflora autóctona es insuficiente en número o en su capacidad degradadora de compuestos orgánicos tóxicos (Gentry et al. 2004, Mancera et al. 2008).
Los hongos micorrízicos arbusculares (HMA), las bacterias y los hongos filamentosos tienen uso potencial en la fitorremediación de suelos contaminados con hidrocarburos de petróleo (Boonchan et al. 2000, Leyval et al. 2001, Kirk et al. 2005, Hughes et al. 2007, Silva et al. 2009). Los HMA pueden estabilizar hidrocarburos policíclicos aromáticos (Kirk et al. 2005) o bien, aumentar actividades enzimáticas en las plantas (peroxidasa, oxidasa o catecol oxidasa) cuando se encuentran sometidas a ciertas concentraciones de petróleo (Liu et al. 2004). En gramíneas, los HMA inducen la resistencia a estrés por diésel y antraceno (Debiane et al. 2008, Tang et al. 2009), mientras que en leguminosas estos hongos estimulan su crecimiento (Liu et al. 2004, Cheung et al. 2008, Hernández-Ortega et al. 2012). ]]>
Las bacterias de vida libre como Bacillus cereus, B. sphaericus, B. fusiformis, B. pumilus, Acinetobacter junii, Pseudomonas sp., y P. putida toleran y degradan tolueno y xileno (Bento et al. 2005, Purushothaman et al. 2010). Algunos géneros bacterianos utilizados con éxito en procesos de bioaumentación son Flavobacterium, Sphingomonas, Alcaligenes, Rhodococcus, Mycobacterium, Sinorhizobium, Paracoccus y Achromobacter (Singh et al. 2003, El Fantroussi & Agathos 2005, Keum et al. 2006, Teng et al. 2010).
En el caso de hongos filamentosos, Rhizopus sp., Penicillium funiculosum y Aspergillus sydowii son capaces de remover hidrocarburos totales de petróleo, hidrocarburos policíclicos aromáticos e hidrocarburos alifáticos (Mancera et al. 2008).Otros hongos usados en la bioaumentación son Absidia, Achremonium, Aspergillus, Verticillium, Penicillium, Fusarium, Mucor y Trichoderma (Hughes et al. 2007, Argumedo-Delira et al. 2009, Silva et al. 2009, Mrozik & Piotrowska-Seget 2010).
Diversas plantas herbáceas estimulan la proliferación de microorganismos en su rizosfera en presencia de contaminantes orgánicos (Singh et al. 2004). Algunas especies arbóreas se han utilizado en la fitorremediación o dendroremediación (Schoenmuth & Pestemer 2004, Tamas & Gullner 2006). A manera de contraste, algunas especies arbóreas como Cupressus arizonica var. Arizonica, Populus deltoides Bartram ex Marsh., Acacia nilotica (L.) Willd. ex Delile, A. implexa Benth., A. longifolia Wild., Eucalyptus camaldulensis Dehnh., E. melliodora A.Cunn. ex Schauer., Angophora floribunda (Smith) Sweet. y Casuarina cunninghamiana Miq., han sido exitosamente utilizadas para remediar suelos contaminados con metales pesados (Aitchison et al. 2000, Shanker et al. 2005, Alcalá et al. 2008, Farias et al. 2009, Singh et al. 2010). Sin embargo, el uso de especies arbóreas para limpiar suelos contaminados con compuestos orgánicos es aún limitado. Por ejemplo, Pinus sylvestris L. y P. deltoides, favorecen la disipación de diésel (Palmroth et al. 2002), mientras que Salix (Clon EW-20) y Picea abies (L.) Karst., acumulan 80% de trinitrotolueno (TNT) (Schoenmuth & Pestemer 2004), y Casuarina equisetifolia L. tolera de 5 a 10g/kg de diésel en suelos salinos (Sun et al. 2004). Esta última especie arbórea de origen Australiano se ha adaptado con éxito en México y su uso se ha dirigido a la reforestación rural y urbana (Valdés et al. 2004), o bien como barreras rompe viento, para controlar la erosión de costas y dunas, y para restaurar zonas con problemas de salinidad (Ndiaye et al. 1993, Moezel et al. 1989, Bruzón et al. 2003, CONABIO 2009, Zhong et al. 2010).
Desde el punto de vista ambiental, Casuarina ha mostrado 100% de supervivencia con respecto a otras especies forestales, en sitios contaminados por la industria minera, y tiene la capacidad de acumular Cromo (CrIII) en sus raíces (Shanker et al. 2005). En lo que respecta a contaminantes orgánicos solo se ha reportado un trabajo en suelo salino contaminado con diésel (Sun et al. 2004). Por lo anterior, este trabajo evaluó la respuesta de Casuarina equisetifolia a la bioestimulación con dos fertilizantes inorgánicos y a la bioaumentación con un HMA, Trichoderma viride y un consorcio bacteriano, en un suelo contaminado con diésel.
Materiales y Métodos ]]>
Recolecta de semilla: La semilla de Casuarina equisetifolia L. fue recolectada en el Colegio de Postgraduados Campus Montecillo y colocada en bolsas de papel para su secado a temperatura ambiente. Las semillas fueron desinfectadas con hipoclorito de sodio (10%) y después lavadas con suficiente agua destilada para eliminar el exceso del desinfectante. La semilla fue germinada en macetas con 250g de arena de río lavada y estéril, durante un mes. Las plántulas seleccionadas para su trasplante presentaron una altura de 2.5cm en promedio.
Recolecta del suelo: El suelo (10kg) fue recolectado en San Diego municipio de Texcoco, Estado de México, a partir de los 20cm superficiales, al cual se determinaron sus características físicas y químicas con métodos normalizados en el laboratorio de Fertilidad de Suelos (Colegio de Postgraduados). El suelo presentó un pH de 7.2, 0.14% de N, 2.8% de materia orgánica y textura franco arenosa. El suelo fue tamizado y esterilizado en autoclave a 121°C por 4h por dos días consecutivos, y posteriormente secado a 100°C por 48h; seguidamente fue contaminado con diésel comercial.
Contaminación del suelo: 2kg de suelo seco estéril fueron colocados en refractario de vidrio (3kg de capacidad), al cual se le agregó el diésel correspondiente para obtener una concentración de 7 500mg/kg. El diésel fue disuelto en 150mL de acetona (Fermont®) en vaso de precipitados (500mL) para facilitar su impregnación homogénea en el suelo (Alarcón et al. 2008). Una vez contaminado, el suelo fue dejado en reposo en condiciones de campana de extracción, durante cinco días.
Preparación de los inoculantes microbianos: El inóculo de Glomus intraradices fue preparado con fragmentos de raíces (1cm) de Plectranthus coleoides Benth (Fam. Lamiaceae) utilizada como planta trampa crecida en arena de río, como sustrato. La colonización micorrízica radical determinada mediante la técnica de Phillips & Hayman (1970) fue de 65%, y el número de esporas cuantificado por el método de Gerdemann & Nicolson (1963) fue de 900esporas/g.
El inóculo de Trichoderma viride (CP4) fue propagado en cajas de Petri con Agar Papa Dextrosa (PDA; Merck®) dos semanas antes del establecimiento del experimento. Las cajas de Petri fueron incubadas a 28°C, y posteriormente colocadas a temperatura ambiente para favorecer la esporulación del hongo. Las esporas fueron recuperadas en 350mL de agua destilada estéril, lavadas y filtradas con fibra de vidrio, bajo condiciones de campana de flujo laminar. El filtrado fue recuperado en matraz Erlenmeyer previamente esterilizado y la concentración de esporas fue cuantificada en cámara de Neubauer; cada planta fue inoculada con 3mL de la suspensión de esporas (5.36 x 108esporas/mL).
El inóculo bacteriano estuvo conformado por dos cepas; la cepa M2BOS1-R2 identificada como Sphingobacterium sp., correspondiente a cocobacilos Gram negativos con actividad hidrocarbonoclasta; y la cepa M2BOS4-F2 (bacteria esférica solubilizadora de fosfato inorgánico, en proceso de identificación), compuesta por bacilos Gram negativos, tolerantes a diésel y productores de biosurfactantes. Las bacterias fueron propagadas individualmente en frascos de vidrio con 35mL de caldo nutritivo con cinco repeticiones. Los frascos fueron incubados en agitación a 180rpm a 28°C durante 72h. Posteriormente, las soluciones bacterianas fueron colocadas en tubos de 50mL y centrifugadas a 7 500rpm por 10min. El sobrenadante fue decantado y la pastilla bacteriana fue recuperada con 35mL de agua destilada estéril. Cada bacteria fue concentrada en un matraz Erlenmeyer de 500mL estéril. El conteo de las unidades formadoras de colonias (UFC) fue estimado a partir de 1mL de la suspensión bacteriana del cual se hicieron diluciones decimales (10-1 a 10-7). Posteriormente, se tomó 0.1mL de las diluciones 10-4, 10-5, 10-6 y 10-7, y colocado en cajas de Petri con agar nutritivo con tres repeticiones por dilución. Inmediatamente las cajas fueron incubadas a 28°C por 48h, y después de este tiempo fueron cuantificadas las UFC. La carga bacteriana obtenida para la cepa M2BOS1-R2 fue de 6x108UFC/mL y para M2BOS4-F2 fue de 2.5x108UFC/mL. Finalmente, cada unidad experimental fue inoculada con 3mL de la suspensión bacteriana final. ]]>
Fertilizantes inorgánicos utilizados: Los fertilizantes utilizados en el experimento fueron Triple 17 y Floranid®. El fertilizante granulado Triple 17(N-P-K) fue aplicado de acuerdo con la dosis de fertilización para especies arbóreas (Finck 1988), al suministrar 0.035g a cada unidad experimental. El Floranid (fertilizante inorgánico microgranulado de lenta liberación y contenido de N-P-K de 16-7-15), fue aplicado a cada unidad experimental al suministrar 0.62g, de acuerdo a la dosis especificada por el fabricante para especies arbóreas.
Establecimiento del experimento: El experimento fue establecido bajo condiciones de invernadero con temperaturas máximas y mínimas promedio de 24°C y 13°C, respectivamente, y con humedad relativa máxima y mínima promedio de 83% y 30%, respectivamente (Data logger Hobo serie H8)
El suelo con diésel y sin diesel fue colocado en tubos de plástico para uso en forestería con 126g de capacidad, a los cuales se aplicó el fertilizante correspondiente en las dosis mencionadas, homogeneizándolo con el suelo. Una plántula de C. equisetifolia de un mes de edad fue trasplantada en cada tubo (10 tubos por tratamiento) y también inoculada con G. intraradices, con la suspensión bacteriana (M2BOS1-R2 y M2BOS4-F4), o con T. viride, según el tratamiento correspondiente. Las plántulas se mantuvieron en condiciones de invernadero. El riego de las plántulas fue aplicado con 30mL de agua destilada estéril diariamente durante 120 días.
Después de 120 días se midió la altura, y las plantas fueron cosechadas para estimar la biomasa seca total (70°C por 48h) y el índice de calidad de planta (ICP) producida en vivero basado en caracteres morfológicos (Dickson et al. 1960) mediante la siguiente ecuación: IC ={[Peso seco total de la planta (g)]/[Altura (cm)/diámetro de tallo]+[peso seco parte aérea (g)/Peso seco raíz (g)]}. Además, la colonización micorrízica de las plantas inoculadas con G. intraradices fue determinada mediante la técnica de Phillips & Hayman (1970), y fue expresada en porcentaje.
El experimento tuvo un diseño factorial 2x5x3, con dos niveles de contaminación (con diésel y sin diésel), cinco niveles de inoculación (Testigo, G. intraradices, consorcio bacteriano, Trichoderma, y la combinación de los tres microorganismos), y tres niveles de fertilización (Sin fertilizante, Triple 17, y Floranid). En total se tuvieron 30 tratamientos con 10 repeticiones cada uno. Los datos obtenidos para cada variable fueron sometidos a un análisis de varianza y prueba de comparación de medias (LSD, α=0.05) mediante el programa estadístico SAS (SAS Institute 2000), y la estimación del error estándar para cada media de cada tratamiento. ]]>
Resultados
El cuadro 1 presenta los valores de significancia obtenidos para los tres factores independientes y sus combinaciones, en la altura, la biomasa seca total y el ICP, y se destaca el efecto significativo de la contaminación por diésel y de la interacción de los tres factores.
En cuanto al análisis de los factores independientes, se observó que la contaminación con diésel redujo significativamente (p≤0.001) la altura de planta (40%) y la biomasa seca total 52%, aunque no produjo diferencias significativas en el índice de calidad de planta. El factor inoculación mostró diferencias significativas (p<0.05), donde la inoculación de Glomus intraradices estimuló la biomasa seca total (80%) y el ICP (30%) con respecto al resto de los microorganismos inoculados. En contraste, el factor fertilización solo produjo diferencias significativas (p≤0.01) para el ICP, el cual disminuyó significativamente (>70%) con la fertilización con Floranid en comparación con los tratamientos sin fertilizar o con Triple 17.
En cuanto al efecto por tratamientos, se observaron diferencias significativas para (p≤0.001) la altura, la biomasa seca total y el ICP. En ausencia de diésel, la inoculación de los tres microorganismos combinada con Triple 17 produjo la mayor altura (24.8cm), mientras que el menor valor (<1cm) en general, fue obtenido en los tratamientos inoculados con aplicación de Floranid (Fig. 1a). En contraste, en el suelo contaminado, la mayor altura se presentó en el tratamiento sin inoculación fertilizado con Triple 17 (17.7cm), y la menor altura en todos los tratamientos fertilizados con Floranid (Fig. 1b).
En cuanto a la biomasa seca total, en ausencia de diésel, G. intraradices con Floranid produjo la mayor biomasa (0.39g), mientras que el menor valor (0.17g) se presentó con la inoculación de Trichoderma sin fertilizar; aunque en tres de los tratamientos inoculados con aplicación de Floranid no se obtuvo acumulación de biomasa en las plantas (<0.01g) (Fig. 2a). En el suelo contaminado, la mayor biomasa se obtuvo con Trichoderma en combinación con Triple 17 (0.19g), y la menor biomasa se presentó con la inoculación de los tres microorganismos con Triple 17 (0.06g); no obstante, en los tratamientos con Floranid no se observó acumulación de biomasa (Fig. 2b). ]]>
En ausencia de diésel, el mayor ICP se obtuvo con G. intraradices combinado con Floranid (0.0045), y el menor valor se presentó con la triple inoculación con aplicación de Floranid (0.0012); aunque en el resto de los tratamientos con fertilización de Floranid, el ICP fue cero (Fig. 3a). En el suelo con diésel, el mayor ICP se presentó con la inoculación del consorcio bacteriano con Triple 17 (0.0032), y el menor índice se presentó con la triple inoculación fertilizado con Triple 17 (0.0010); en contraste, en todos tratamientos fertilizados con Floranid, el valor del ICP fue cero (Fig. 3b).
La colonización micorrízica total presentó diferencias significativas por efecto de los factores inoculación y fertilización (p≤0.001); mientras que el factor contaminación no mostró diferencias significativas. Para el factor inoculación, la colonización micorrízica fue mayor en el tratamiento con Glomus con respecto al tratamiento con la triple inoculación. Para el factor fertilización, la mayor colonización se obtuvo en el tratamiento sin fertilizar en comparación con la fertilización con Triple 17, aunque con la aplicación de Floranid la colonización micorrízica fue muy baja. La colonización micorrízica total en los tratamientos donde se inoculó G. intraradices (sin fertilizar y con Triple 17) fue menor al 2%, y no se observó colonización micorrízica en los tratamientos donde no se inoculó el hongo (Fig. 4). En ausencia de diésel (Fig. 4a), la mayor colonización se presentó en el tratamiento con Glomus y Floranid (0.75%), y la menor colonización en el tratamiento con la triple inoculación fertilizado con Floranid (0.37%). En presencia de diésel, la fertilización con Floranid inhibió significativamente la colonización micorrízica, y la mayor colonización se presentó en el tratamiento sin fertilizar (1.0%) (Fig. 4b).
Discusión
La aplicación de diesel (7 500mg/kg) redujo significativamente la altura de plantas de C. equisetifolia y la acumulación de biomasa seca. Los hidrocarburos del petróleo típicamente tienen efectos negativos en las plantas al reducir su crecimiento, su longitud radical, su biomasa, y en algunos casos provoca su muerte (Pezeshki et al. 2000, Hutchinson et al. 2001, Lin et al. 2002, Reynoso-Cuevas et al. 2008).
La fertilización con Triple 17 aumentó la altura, la biomasa seca total y el ICP de plantas, mientras que la aplicación de Floranid redujo significativamente dichas variables, especialmente en presencia del diésel. La aplicación de fertilizantes en suelos contaminados permite a la planta tolerar el trasplante en este suelo y el estrés generado por el contaminante, además de favorecer su crecimiento y acumulación de biomasa (Menendez-Vega et al. 2007, Lin & Mendelssohn 2009). No obstante, el presente trabajo muestra que es necesario definir dosis y tipos de fertilizantes que pueden ser aplicados para ciertas condiciones de suelo y contaminación. La aplicación de nitrógeno por medio de fertilizantes inorgánicos en altas concentraciones para las plántulas pueden provocar efectos nocivos (Bento et al. 2005). Lo anterior puede explicar en parte, el efecto negativo del Floranid en las plantas, ya que este fertilizante tiene alto contenido de sales de nitrato de amonio cuyo aumento en la solución del suelo provoca reducciones en el potencial osmótico e inhibe la actividad microbiana (Walworth et al. 2007). Así como el exceso de nitrógeno puede afectar a las plantas, otros nutrimentos como fósforo, potasio y azufre pueden retrasar el desarrollo vegetal y dañar gravemente las raíces, los tallos y las ramas (Thompson & Troeh 2002). La fertilización en suelos contaminados con hidrocarburos del petróleo debe ser dosificada considerando las condiciones ambientales y la concentración del contaminante en el suelo (Chaineau et al. 2005). ]]>
La inoculación de los tres microorganismos o de G. intraradices estimuló la altura y el ICP de planta. Los efectos benéficos de los HMA han sido demostrados en diversas plantas, al estimular su altura y su biomasa seca en presencia de diésel (Tang et al. 2009, Hernández-Ortega et al. 2012). Por su parte, la capacidad de Trichoderma para estimular el crecimiento vegetal ha sido reportado principalmente en Lactuca sativa L., Lycopersicon esculentum Mill., y Zea mays L., al conferir tolerancia a condiciones de estrés (Ousley et al. 1994, Börkman et al. 1998, Gravel et al. 2007). Sin embargo, el efecto de Trichoderma en plántulas establecidas en suelo contaminado con hidrocarburos del petróleo no ha sido estudiado previamente, aun cuando las cepas de este hongo presentan tolerancia hacia diversos hidrocarburos del petróleo (Silva et al. 2009, Argumedo-Delira et al. 2012).
Los efectos benéficos de los tres microorganismos (bacterias hidrocarbonoclastas, Glomus y Trichoderma) en el crecimiento de las plantas no han sido evaluados previamente. En ausencia de diésel, G. intraradices y la adición de Triple 17 o Floranid, incrementaron la altura, la biomasa seca aérea y de raíz, y el ICP. Los microorganismos en el suelo desempeñan diferentes funciones como el reciclaje de nutrientes y la promoción del crecimiento vegetal (Tang et al. 2010). Algunos autores mencionan que en condiciones naturales la capacidad de los árboles para obtener nutrimentos está mediada por la simbiosis con HMA (Finck 1988). Por ejemplo, G. intraradices aumenta la altura y la acumulación de biomasa de Casuarina, y por tanto, favorece mayor crecimiento en vivero y sobrevivencia en campo (Valdés et al. 2004); sin embargo, no se tienen reportes de los efectos de los HMA en esta especie arbórea bajo condiciones de contaminación con hidrocarburos del petróleo.
Por otra parte, el ICP de Dickson indica la potencialidad de una plántula para sobrevivir y crecer en ciertas condiciones; así, plántulas con mayor calidad tienen índices de calidad más altos (Paris et al. 2011). Los bajos valores del ICP obtenidos en este trabajo son comparables con aquellos reportados para plántulas de Quercus silex (0.072 y 0.015), y que se atribuyeron a la baja calidad de los propágulos de donde se obtuvieron dichas plántulas (Paris et al. 2011). Lo anterior sugiere que bajo nuestras condiciones de estudio y el tiempo en el cual se hizo la evaluación (120 días), las plantas aún se encontraban en periodo de crecimiento activo, por lo que se sugiere llevar a cabo estudios a largo plazo. No obstante, la presencia del diésel redujo el crecimiento de las plantas y en consecuencia, afectó la calidad de las mismas; sin embargo, la inoculación de las bacterias hidrocarbonoclastas con Triple 17, mejoró el ICP en presencia de diésel.
El uso de cultivos mixtos de bacterias ha sido usado para maximizar la biodegradación de contaminantes orgánicos (Rambeloarisoa et al. 1984, Hii et al. 2009), ya que éstos favorecen la actividad enzimática que contribuye con la resistencia de las plantas al estrés provocado por el contaminante (Liu et al. 2004, Debiane et al. 2008, Tang et al. 2009). En el caso particular de Sphingobacterium (cepa M2BOS1R2), de acuerdo con la literatura, esta bacteria tiene la capacidad de usar los hidrocarburos del petróleo como fuente de carbono (Dalal et al. 2010), a la vez de degradar colorantes como el Rojo 5 (Tamboli et al. 2010). Dada la nula investigación sobre la interacción de bacterias hidrocarbonoclastas, HMA, y Trichoderma, este trabajo es de los primeros reportes que denotan los beneficios de estas interacciones microbianas en las respuestas de crecimiento de Casuarina en suelo contaminado con diésel.
En cuanto a la bioestimulación, la fertilización con Triple 17 en C. equisetifolia inoculada con Trichoderma, con el consorcio bacteriano o con los tres microorganismos favoreció el crecimiento (mayor acumulación de biomasa e ICP) de las plantas en presencia de diésel. Al respecto, el uso de consorcios microbianos en gramíneas ha conferido mayor tolerancia hacia los hidrocarburos del petróleo (Tang et al. 2010), mientras que las plantas favorecen la actividad microbiana en presencia de contaminantes a través de la liberación de exudados de la raíz (Schnoor et al. 1995). Lo anterior denota la importancia de aplicar fuentes de nutrientes para las plantas que estimulen no sólo su crecimiento sino también la actividad microbiana de la rizosfera bajo condiciones de contaminación. No obstante, es trascendental seleccionar la fuente de fertilización que se piensa aplicar, ya que ésta puede afectar el crecimiento vegetal en condiciones de contaminación. Por ejemplo, el Floranid tuvo efectos negativos en el crecimiento vegetal, particularmente en presencia de contaminante. Lo anterior sugiere usar dosis menores a la utilizada en este experimento, o bien usar diferentes fuentes de fertilizantes de lenta liberación. ]]>
El diésel afectó la colonización de G. intraradices en las raíces de las plantas hasta en 100%, concordando con los efectos negativos de los hidrocarburos en esta simbiosis (Verdin et al. 2006, Hernández-Ortega et al., 2012). Sin embargo, la respuesta de los HMA ante contaminantes orgánicos depende en muchos casos de la especie de HMA y del tipo de hidrocarburo al que estén expuestos (Volante et al. 2005, Alarcón et al. 2006).
A manera de conclusión, la bioestimulación y la bioaumentación proporcionaron mayor tolerancia y acumulación de biomasa seca, e ICP de C. equisetifolia en presencia de diésel. La bioestimulación debe ser cuidadosamente seleccionada con base en las fuentes fertilizantes, ya que el Floranid produjo efectos negativos en el crecimiento vegetal, mientras que el Triple 17 produjo efectos sinérgicos con los microorganismos inoculados, en el crecimiento de C. equisetifolia en el suelo contaminado con diésel.
Agradecimientos
Trabajo financiado por el proyecto SEPCONACYT 79456; María Esther Díaz-Martínez agradece el apoyo del CONACYT durante sus estudios de postgrado. Referencias
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*Correspondencia a: María Esther Díaz-Martínez. Área de Microbiología, Postgrado en Edafología. Colegio de Postgraduados. Carretera México-Texcoco km 36.5. Montecillo 56230, Estado de México, México; marite_21_3@hotmail.com Alejandro Alarcón. Área de Microbiología, Postgrado en Edafología. Colegio de Postgraduados. Carretera México-Texcoco km 36.5. Montecillo 56230, Estado de México, México; aalarconcp@gmail.com. Correspondencia: aalarconcp@gmail.com Ronald Ferrera-Cerrato. Área de Microbiología, Postgrado en Edafología. Colegio de Postgraduados. Carretera México-Texcoco km 36.5. Montecillo 56230, Estado de México, México; rferreracerrato@gmail.com Juan José Almaraz- Suarez. Área de Microbiología, Postgrado en Edafología. Colegio de Postgraduados. Carretera México-Texcoco km 36.5. Montecillo 56230, Estado de México, México; jalmaraz@hotmail.com Oscar García-Barradas. Unidad de Servicios de Apoyo en Resolución Analítica (SARA). Universidad Veracruzana. Dr. Luis Castelazo Ayala s/n. Col. Industrial Animas. Xalapa 91190, Veracruz, México; osgarcia@uv.mx 1. Área de Microbiología, Postgrado en Edafología. Colegio de Postgraduados. Carretera México-Texcoco km 36.5. Montecillo 56230, Estado de México, México; marite_21_3@hotmail.com, aalarconcp@gmail.com, rferreracerrato@gmail.com, jalmaraz@hotmail.com. Correspondencia: aalarconcp@gmail.com 2. Unidad de Servicios de Apoyo en Resolución Analítica (SARA). Universidad Veracruzana. Dr. Luis Castelazo Ayala s/n. Col. Industrial Animas. Xalapa 91190, Veracruz, México; osgarcia@uv.mx