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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Efecto de la calidad del agua de criaderos de mosquitos (Diptera: Culicidae) sobre la patogenicidad e infectividad de las zoosporas del hongo Leptolegnia chapmanii (Straminipila: Peronosporomycetes)]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Leptolegnia chapmanii es un potente patógeno de larvas de mosquitos. El objetivo del trabajo fue determinar si las características físico-químicas del agua de criaderos de culícidos de importancia sanitaria a nivel mundial afectan la patogenicidad e infectividad de las zoosporas de L. chapmanii. Se tomaron muestras de cuatro tipos de agua en Argentina: de lluvia, de zanja, del Río de La Plata, y de floreros del cementerio local. A una parte del agua se le realizaron estudios físicos-químicos, y otra parte fue utilizada en ensayos. Se colocó 150 ml de cada muestra en recipientes plásticos, con 25 larvas sanas de Aedes aegypti y 2.8 x 105 zoosporas de L. chapmanii. Fueron incubadas a 25 ºC y 12-12 (L-O). La mortalidad larval fue registrada a las 48 horas. Se utilizaron tres recipientes y un control por tratamiento, con tres repeticiones realizadas en distintos días. Se observaron diferencias altamente significativas entre la mortalidad larval en aguas de floreros del cementerio (70.2%), aguas de lluvias (99.53%), y del río de La Plata (95%). No hubo diferencias significativas entre la mortalidad larval en agua de zanja, lluvia y río. Leptolegnia chapmanii resultó exitoso en los cuatro tipos de aguas evaluados, produciendo elevados niveles de mortalidad larval.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[ <div style="text-align: center;"><font face="Courier New" size="4"  style="font-family: verdana;">     <p><span style="font-weight: bold;">Efecto de la calidad del agua de criaderos de mosquitos (Diptera: Culicidae) sobre la patogenicidad e infectividad de las zoosporas del hongo <span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> (Straminipila: Peronosporomycetes)</span> </p> </font></div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p><span style="font-weight: bold;">Sebastian A. Pelizza<a name="a1"></a><a  href="#a2"><sup>1</sup></a>, Claudia C. López Lastra<a href="#a2"><sup>1</sup></a>, Arnaldo Maciá<sup><a href="#a2">1</a>,<a href="#a2">3</a></sup>, Vilma Bisaro<a href="#a2"><sup>2</sup></a> &amp; Juan J. García<sup><a  href="#a2">1</a>,<a href="#a2">3</a></sup></span> </p>     <p><a name="a2"></a><a href="#a1">1</a>. Centro de estudios parasitológicos y de vectores CEPAVE, (CCT-CONICET-LA PLATA-UNLP), Calle 2 Nº 584, (1900), La Plata, Buenos Aires, Argentina, fax: +54-0221-4232327, tel: +54-0221-4233471; <a href="mailto:pelizza@cepave.edu.ar">pelizza@cepave.edu.ar</a> </p>     <p><a href="#a1">2</a>. Cátedra de Estadística, Facultad de Agronomía, Universidad Nacional de Rosario, Argentina. </p>     <p><a href="#a1">3</a>. Comisión de investigaciones científicas de la provincia de Buenos Aires, CIC. </p>     <p> </p> </font> <hr style="width: 100%; height: 2px;"><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">     <p><span style="font-weight: bold;">Abstract:</span> <span  style="font-weight: bold;">Effect of water quality in mosquito breeding sites on the pathogenicity and infectivity of zoospores from the fungus <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> (Straminipila: Peronosporomycetes).</span> The fungus <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> is highly pathogenic to mosquito larvae in Argentina. We studied if physical and chemical characteristics of the water from mosquito breeding sites affect pathogenicity, and the infectivity of zoospores of <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span>. Water samples were taken from pools filled by rains, urban ditches with domestic waste water, pools filled by overflow from Río de la Plata, and flower vases from the Cemetery of La Plata city. Sub-samples of water were analyzed for physical and chemical characteristics, while other sub-samples were used for laboratory bioassays. Containers with 150 ml of water samples, 25 Aedes aegypti larvae, and 2.8 x 105 zoospores of <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span>, were incubated under controlled environment, and larval mortality was recorded after 48 h. There were highly significant differences among mortalities in water from cemetery vases (70.2%), rain pools water (99.5%), and pools with water from Rio de la Plata (95%). There were no significant differences among larval mortalities in water from ditches, rain pools and Río de la Plata pools. Leptolegnia chapmanii was successful as a biological control agent in all kinds of tested water qualities, producing high larval mortality. Rev. Biol. Trop. 57 (1-2): 371-380. Epub 2009 June 30. </p>     <p><span style="font-weight: bold;">Key words:</span> <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span>, <span  style="font-style: italic;">Aedes aegypti</span>, larvae, water physical-chemical characteristics, larvae mortality, biological control.</p> </font> <hr style="width: 100%; height: 2px;"><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">     <p> </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>En el Neotrópico, y particularmente en <font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">Argentina, la información sobre hongos pató</font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">genos de culícidos es escasa y fragmentaria </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">(García y López 1989, López y García 1997). </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">Si bien existe un gran número de hongos acuá</font></font>ticos parásitos y patógenos de plantas y animales, sólo la especie <span  style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"> </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">(Couch) ha sido ampliamente estudiada durante </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">el transcurso de las dos últimas décadas y en la </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">actualidad se la considera un importante agente </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">de control biológico de larvas de mosquitos </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">(Umphlett y Huang 1972, OMS 1979, Lacey y </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">Lacey 1990, Scholte <span style="font-style: italic;">et al</span>. 2004, Kerwin 2007). </font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">Otro importante hongo<a href="#1"><sup>1</sup></a> entomopatógeno de</font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;"> </font></font>esta clase es <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> Seymour (Seymour 1977), el cual ha sido aislado de&nbsp; larvas de varias especies de culícidos. Muchos autores han coincidido en adjudicar a <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> características que le dan potencialidad para actuar como agente de control biológico (Mc Innis y Zattau 1982, Seymour 1984, Lord y Fukuda 1988, Fukuda <span  style="font-style: italic;">et al</span>. 1997), como la alta mortalidad generada en organismos blanco y la especificidad de hospedadores entre otras. </p>     <p>El ciclo de vida de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> comienza con la liberación de zoosporas móviles (fase asexual), las cuales se unen por quimiotactismo a la cutícula larval, se enquistan, y por mediación de factores mecánicos y enzimáticos, penetra el cuerpo de la larva, crece rápidamente en su interior invadiendo los distintos órganos y tejidos, y ocasiona su muerte. Posteriormente <span  style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> emerge del cadáver para generar más zoosporas, las cuales pueden infectar nuevas larvas. En la fase sexual del ciclo se producen estructuras de resistencia (oosporas) que pueden permanecer inactivas en el ambiente cuando las condiciones se vuelven desfavorables, pudiendo germinar y originar nuevas zoosporas infectivas cuando las condiciones del entorno son favorables (Zattau y Mc Innis 1987). </p>     <p>López Lastra <span style="font-style: italic;">et al</span>. (1999) registraron la presencia de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> parasitando larvas de <span  style="font-style: italic;">Ochlerotatus albifasciatus</span> (Macquart) en los alrededores de la ciudad de La Plata (Buenos Aires, Argentina), constituyendo este hallazgo el cuarto aislamiento en el mundo y el primero en el Neotrópico de este patógeno. La distribución mundial conocida de esta especie se reduce a localidades de Carolina del Sur, Florida y Ohio en Estados Unidos (Mc Innis y Zattau 1982, Seymour 1984, Lord y Fukuda 1988, Fukuda <span  style="font-style: italic;">et al</span>. 1997). Dick <span  style="font-style: italic;">et al</span>. (1999) determinaron que los aislamientos de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> de Florida, Estados Unidos, y de la Argentina constituyen un grupo monofilético basándose en secuencias de nucleótidos del 18 S ADNr. Este aislamiento nativo de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> (ARSEF 5499-CEP 010) presentó un amplio espectro de hospedadores culícidos susceptibles, resultando no patogénico para la mayoría de los invertebrados "no blanco" y los vertebrados acuáticos evaluados en el laboratorio (López <span style="font-style: italic;">et al</span>. 2004), como así también quedó demostrado en pruebas de laboratorio la amplia tolerancia de las zoosporas del aislamiento nativo a una serie de factores bióticos y abióticos (Pelizza <span  style="font-style: italic;">et al</span>. 2007a, 2007b). Investigaciones adicionales fueron llevadas a cabo para determinar la producción, supervivencia e infectividad de las zoosporas de este aislamiento de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> para entender los parámetros que regulan la presencia de epizootias en condiciones naturales (Pelizza <span style="font-style: italic;">et al</span>. 2008). Estos trabajos se realizaron utilizando como hospedador al mosquito del dengue, <span style="font-style: italic;">Aedes aegypti</span> (L.). Los estudios de virulencia y patogenicidad en entomopatógenos no se limitan al nivel específico, sino que adquieren relevancia las diferencias que presentan los aislamientos de un patógeno, ya sea a partir de hospedadores, localidades o ambientes distintos. Hasta el presente, la información relativa a este nuevo aislamiento de <span  style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> se reduce a su hallazgo (López <span style="font-style: italic;">et al</span>. 1999), sus relaciones filogenéticas y evolutivas con otros miembros del mismo género o grupo superior (Dick <span style="font-style: italic;">et al</span>. 1999) y un estudio sobre el espectro de hospedadores susceptibles y el efecto sobre la fauna asociada a los criaderos de culícidos (López <span  style="font-style: italic;">et al</span>. 2004). </p>     <p>El aislamiento nativo de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> toleró una amplia gama de temperatura, pH y salinidad en condiciones controladas (Pelizza <span style="font-style: italic;">et al</span>. 2007b). En condiciones de campo, la influencia de las variables físico-químicas del agua de los criaderos de culícidos sobre la viabilidad de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> es desconocida. </p>     <p>Complementando la investigación sobre el aislamiento nativo de <span  style="font-style: italic;">L. chapmanii</span>, se realizó un estudio en condiciones de laboratorio con el objetivo de determinar si las características físico-químicas del agua de los ambientes donde se desarrollan algunos de los culícidos de mayor importancia sanitaria, afectan la patogenicidad e infectividad de las zoosporas de <span  style="font-style: italic;">L. chapmanii</span>. </p>     <p style="font-weight: bold;"><font size="3">Materiales y métodos</font> </p>     <p>Se tomaron muestras de agua de ambientes de cría de larvas de culícidos en los alrededores de la ciudad de La Plata. Los ambientes examinados fueron: 1) charco temporario inundado por lluvias (en adelante, agua de lluvia); 2) zanja de desagüe pluvial y domiciliario en el casco urbano de la ciudad (en adelante, agua de zanja); 3) desbordes de agua del Río de La Plata que inundan ambientes temporarios en la Reserva Provincial de Punta Lara, Ensenada, Provincia de Buenos Aires (en adelante, agua de río); y 4) agua de recipientes artificiales (floreros de cemento) del Cementerio Municipal de La Plata (en adelante, agua de floreros). En cada ambiente se tomaron muestras de cuatro litros en recipientes plásticos. Un litro de agua proveniente de cada ambiente fue analizado en un laboratorio especializado acreditado por la Secretaria de Política Ambiental de la Provincia de Buenos Aires para cuantificar sus parámetros físicos, químicos y biológicos. Los restantes tres litros fueron filtrados a través de papel de filtro Watman® Nº 5 y utilizados para realizar los ensayos de patogenicidad y tolerancia de las zoosporas de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> a los distintos tipos de agua. </p>     <p>Para estos ensayos se utilizaron recipientes plásticos de 46 cm<sup>2</sup> de superficie y 200 ml de capacidad, en los cuales se colocaron 150 ml de uno de los cuatro tipos de ambientes muestreados, 25 larvas sanas de <span style="font-style: italic;">A. aegypti</span> de IV estadio y 2.8 x 105 zoosporas/ml de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span>. Los recipientes fueron mantenidos a 25 ºC y fotoperíodo de 12-12 h (luz-oscuridad) en una incubadora. Se utilizaron tres recipientes y un control (tratado de igual forma que el resto pero sin la incorporación del inóculo fúngico) para cada tipo de agua. Tres repeticiones del ensayo fueron llevados a cabo en distintas fechas (N= 48). La mortalidad larval fue registrada a las 48 horas de iniciado el ensayo.</p>     <p><span style="font-weight: bold;">Análisis estadístico:</span> Se aplicó un análisis de Componentes Principales (Johnson y Wichern 1992), en el cual las variables originales fueron las propiedades químicas del agua, y las observaciones, las muestras de agua de cuatro procedencias diferentes (lluvia, zanja, río y floreros). Para eliminar el sesgo de interpretaciones causadas por diferentes escalas de medición, se estandarizaron los datos según     <br> </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>    <br> </p> </font>     <div style="text-align: center;"><img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32f1.jpg" title="" alt=""  style="width: 90px; height: 58px;">    <br> </div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"> </font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p>donde <span style="font-style: italic;">x</span><sup>j</sup> es la variable j-ésima,&nbsp;<img src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/x.jpg"  title="" alt="" style="width: 16px; height: 19px;"> es la media de la variable j-ésima en la muestra, y S<sub>j</sub> es el desvío de la variable j-ésima en la muestra. Se utilizaron sólo las propiedades métricas de las observaciones. Sólo los autovalores&nbsp;<img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/mayorigual.jpg" title="" alt=""  style="width: 11px; height: 15px;"> 1 fueron retenidos para los análisis de Componentes Principales. En el análisis se trabajó con la matriz de correlaciones, por lo tanto, para medir la asociación entre las variables originales, X<sub>k</sub>, y los CP, Y<sub>j</sub>, se utilizó el coeficiente de correlación entre ambos, dada por:    <br> </p>     <p>    <br> </p> </font>     <div style="text-align: center;"><img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32f2.jpg" title="" alt=""  style="width: 152px; height: 78px;">    <br> </div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"> </font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>donde e<sub>kj</sub> es el coeficiente del autovector estandarizado, <img src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/signo2.jpg" title="" alt=""  style="width: 14px; height: 17px;"><sub>j</sub> es el autovalor j-ésimo, y S<sub>k</sub> es la varianza de la variable k-ésima. Para analizar relaciones conjuntas entre observaciones y variables (tipos de aguas y propiedades químicas, respectivamente) se construyeron gráficos biplots (Gabriel 1971) a partir del análisis de Componentes Principales sobre la matriz de correlaciones, y un dendrograma utilizando el método de agrupamiento de encadenamiento promedio (<span  style="font-style: italic;">average linkage</span>) y calculando la distancia euclídea como distancia entre conglomerados. El análisis de Componentes Principales se realizó usando InfoStat versión 2007 (InfoStat 2001). </p>     <p>Para establecer la incidencia de las propiedades químicas del agua en la mortalidad larval, se realizó un análisis de la variancia bajo la hipótesis de nulidad de que la mortalidad larval no difirió entre los cuatro tipos de agua, seguido de un test a posteriori de Duncan (p<img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/manorigual.jpg" title="" alt=""  style="width: 10px; height: 12px;">0.05). </p>     <p style="font-weight: bold;"><font size="3">Resultados</font> </p>     <p>Las características físico-químicas del agua utilizada en los ensayos, obtenida de los ambientes donde se desarrollan culícidos de importancia sanitaria, se mencionan en el <a href="#c1">Cuadro 1</a>.    <br> </p>     <p>    <br> <a name="c1"></a></p> </font>     <div style="text-align: center;"><img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32t1.gif" title="" alt=""  style="width: 583px; height: 504px;">    <br> </div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"> </font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p>El porcentaje más elevado de mortalidad en las larvas fue 99.53 % + 0.13 (media + DE) a las 48 horas de iniciado el ensayo en agua de lluvia, mientras que el porcentaje menor fue 70.2 % + 1.25, correspondiente a agua de floreros (<a href="#f1">Fig. 1</a>).    ]]></body>
<body><![CDATA[<br> </p>     <p>    <br> <a name="f1"></a></p> </font>     <div style="text-align: center;"><img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32i1.jpg" title="" alt=""  style="width: 585px; height: 339px;">    <br> </div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"> </font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p>El primer componente en el análisis de componentes principales explicó el 66% de la variabilidad total del modelo, el segundo, el 20%, y el tercer el 13% (<a href="#c2">Cuadro 2</a>). Las variables con un alto grado de correlación con el primer componente principal (CP1) fueron pH, conductividad, dureza, alcalinidad, magnesio, sodio, bicarbonatos, cloruros, sulfatos, fluoruros, arsénico y amonio. Este CP1 separó las aguas de lluvia y de río, con bajos contenidos de las variables citadas anteriormente, de las aguas de floreros y de zanja, con altos contenidos de las mismas. Las variables con alto grado de correlación con el segundo componente principal (CP2) fueron: turbiedad, color, potasio y nitritos. El CP2 indicó que valores altos de turbiedad, color y potasio, y bajos de nitritos, correspondieron a agua de floreros. Valores bajos de turbiedad, color y potasio y altos en nitritos correspondieron a agua de río y de zanja. El tercer componente principal (CP3) se correlacionó con los valores de calcio. Otras variables se correlacionaron con valores altos con el CP3, aunque en estos casos las <font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">correlaciones siempre fueron menores que con </font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">CP1 o CP2. El CP3 mostró que valores altos </font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">de calcio se asociaron a agua de río, floreros y </font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">zanja (<a href="#c3">Cuadro 3</a> y <a  href="#f2">Fig. 2</a>). El dendrograma (<a href="#f3">Fig. </a></font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"><a href="#f3">3</a>) obtenido por medio del análisis de conglo</font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">merados, confirmó el análisis descriptivo de</font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;"> </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">CP. En él se observó que el agua de río y de </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">lluvia fueron similares en cuanto a sus propie</font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">dades químicas y conforman un núcleo. El agua </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">de floreros poseyó propiedades comunes con </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">las anteriores, y el agua de zanja se separó de </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">las anteriores por su disimilitud. En resumen, </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">de acuerdo a las propiedades químicas de las</font></font> muestras de agua analizadas, el agua de lluvia&nbsp; y de río resultaron similares, excepto por el contenido del calcio. El agua de lluvia y de río difirieron del agua de florero y de zanja, esta última con valores opuestos al resto de los tiposde agua en la mayoría de los casos.    <br> </p>     <p>    <br> <a name="c2"></a></p> </font>     <div style="text-align: center;"><img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32t2.gif" title="" alt=""  style="width: 582px; height: 174px;">    ]]></body>
<body><![CDATA[<br> </div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"> </font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p>    <br> <a name="c3"></a></p> </font>     <div style="text-align: center;"><img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32t3.gif" title="" alt=""  style="width: 581px; height: 492px;">    <br> </div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"> </font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p>    <br> <a name="f2"></a></p> </font>     <div style="text-align: center;"><img  src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32i2.jpg" title="" alt=""  style="width: 580px; height: 391px;">    <br>     <br>     ]]></body>
<body><![CDATA[<br> <a name="f3"></a><img src="/img/revistas/rbt/v57n1-2/art32i3.jpg"  title="" alt="" style="width: 580px; height: 246px;">    <br> </div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p></p> </font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p>&nbsp;El análisis de varianza evidenció diferencias altamente significativas (F = 5.74; 3, 32 g.l.; p = 0.0029) entre las medias de mortalidad larval producida a las 48 horas en cada tipo de agua. Se observaron diferencias significativas (p = 0.05) entre el porcentaje de mortalidad producido en agua de floreros con la de río y la de lluvia; no presentando diferencias significativas entre éstos dos últimos tipos de aguas (p&gt; 0.05). Con respecto al agua de zanja, el porcentaje de mortalidad presenta un valor intermedio entre la producida en el agua de florero con la de río y lluvia. </p>     <p style="font-weight: bold;"><font size="3">Discusión</font> </p>     <p>El efecto de la calidad del agua de los criaderos de mosquitos, medida por medio de sus características físico-químicas, sobre la infectividad de las zoosporas de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii </span>fue investigado en este estudio. Los cuatro tipos de agua evaluados correspondieron a criaderos donde se desarrollan culícidos importantes desde el punto de vista sanitario en el mundo y en amplias áreas de la Argentina. Estas especies son <span  style="font-style: italic;">A. aegypti</span>, <span  style="font-style: italic;">Culex pipiens</span> L. y <span  style="font-style: italic;">O. albifasciatus</span>. Las larvas de <span  style="font-style: italic;">Aedes aegypti</span>, el mosquito vector de dengue en América, se desarrollan en recipientes artificiales tales como cubiertas de automóviles que acumulan agua de lluvia, floreros en cementerios y otros recipientes artificiales. <span  style="font-style: italic;">Culex pipiens</span>, el mosquito de los domicilios, habita frecuentemente ambientes urbanos, criando en recipientes similares a los mencionados para <span  style="font-style: italic;">A. aegypti</span>, y en zanjas de desagüe con elevados niveles de materia orgánica y, en ocasiones, productos de uso domiciliario o industrial como lavandina, detergente y jabón. <span  style="font-style: italic;">Ochlerotatus albifasciatus</span>, conocido como el mosquito de las inundaciones, es una especie que produce molestias a los habitantes y animales domésticos en la Argentina, y es     <br> </p>     <br>     <p>vector de algunas arbovirosis (Calisher et al. <font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">1985). Los adultos emergen de 6 a 16 días </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">en promedio, después de la inundación de los </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">ambientes deprimidos donde las hembras colo</font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">caron los huevos (Campos y Sy 2003)). El agua </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">que provoca la inundación de los ambientes de </font></font><font><font  face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"><span  style="font-style: italic;">O. albifasciatus</span> proviene generalmente de lluvias </font></font><font><font face="Courier New"  size="2" style="font-family: verdana;">intensas o prolongadas o de los desbordes</font></font><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;"> </font></font>de arroyos en el área platense cuando el Río de La Plata incrementa sensiblemente su nivel, generalmente por acción del viento intenso de dirección sudeste. </p>     <p>El aislamiento nativo de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> tuvo un comportamiento exitoso en los cuatro tipos de agua evaluados, produciendo elevados niveles de mortalidad larval independientemente del tipo y características del agua evaluadas. Las diferencias observadas en la mortalidad larval por <span  style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> entre los cuatro tipos de agua evaluados resultaron poco conspicuas si se comparan con la mortalidad producida por <span style="font-style: italic;">L. giganteum</span> inoculado en lagunas experimentales, que infectó casi exclusivamente larvas mantenidas con agua clara y libre de materia orgánica en el tratamiento control. <span style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span> infectó entre el 27 y 100 % de las larvas de <span  style="font-style: italic;">Culex quinquefasciatus </span>(Say) desarrollándose en agua con bajos niveles de contaminación y materia orgánica, mientras que no registraron infecciones en agua con niveles moderados a altos de contaminación y materia orgánica (Jaronski y Axtell 1982). Algunas características de aguas contaminadas, como los niveles bajos de oxígeno disuelto, pH extremo y gran número de otros microorganismos presentes en el agua hacen que la infectividad y efectividad de las zoosporas de <span style="font-style: italic;">L. giganteum</span> sea escasa o nula (Lord y Roberts 1985). También la temperatura elevada del agua y los altos niveles de contaminación orgánica pueden limitar la infección de mosquitos por <span  style="font-style: italic;">L. giganteum</span> (Fetter-Lasko y Washino 1978, Hallmon <span style="font-style: italic;">et al</span>. 2000, Kerwin 2007). Sin embargo <span style="font-style: italic;">L. giganteum</span> actuó con efectividad como control de larvas de <span  style="font-style: italic;">Anopheles nigromaculis </span>(Ludlow) en pasturas y de<span style="font-style: italic;"> Culex tarsalis </span>(Coquillet) en campos de arroz (Washino <span style="font-style: italic;">et al</span>. 1976, Christensen <span style="font-style: italic;">et al</span>. 1977). </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>Los resultados de este estudio permiten concluir que el aislamiento neotropical de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> fue patogénico y virulento dentro de una amplia escala de contenido de materia orgánica y de contaminantes del agua. La mortalidad larval generada por zoosporas de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> se vio poco afectada por las condiciones locales del agua en ambientes naturales y artificiales donde crían los culícidos. Consecuentemente, ello posibilitaría su aplicación a campo en una gran variedad de criaderos. </p>     <p style="font-weight: bold;"><font size="3">Agradecimientos</font> </p>     <p>Este estudio fue parcialmente financiado por la Agencia Nacional de Promoción Científica y Técnica (PICT 11118/02), CICPBA, CONICET y Universidad Nacional de La Plata, La Plata, Argentina. </p> </font> <hr style="width: 100%; height: 2px;"><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">     <p><span style="font-weight: bold;">Resumen</span> </p>     <p><span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> es un potente patógeno de larvas de mosquitos. El objetivo del trabajo fue determinar si las características físico-químicas del agua de criaderos de culícidos de importancia sanitaria a nivel mundial afectan la patogenicidad e infectividad de las zoosporas de <span  style="font-style: italic;">L. chapmanii</span>. Se tomaron muestras de cuatro tipos de agua en Argentina: de lluvia, de zanja, del Río de La Plata, y de floreros del cementerio local. A una parte del agua se le realizaron estudios físicos-químicos, y otra parte fue utilizada en ensayos. Se colocó 150 ml de cada muestra en recipientes plásticos, con 25 larvas sanas de <span style="font-style: italic;">Aedes aegypti</span> y 2.8 x 105 zoosporas de <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span>. Fueron incubadas a 25 ºC y 12-12 (L-O). La mortalidad larval fue registrada a las 48 horas. Se utilizaron tres recipientes y un control por tratamiento, con tres repeticiones realizadas en distintos días. Se observaron diferencias altamente significativas entre la mortalidad larval en aguas de floreros del cementerio (70.2%), aguas de lluvias (99.53%), y del río de La Plata (95%). No hubo diferencias significativas entre la mortalidad larval en agua de zanja, lluvia y río. <span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> resultó exitoso en los cuatro tipos de aguas evaluados, produciendo elevados niveles de mortalidad larval. </p>     <p><span style="font-weight: bold;">Palabras clave:</span> <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span>, <span  style="font-style: italic;">Aedes aegypti</span>, larvas, características físico-químicas del agua, mortalidad larval, control biológico.    <br> </p> </font> <hr style="width: 100%; height: 2px;"><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">     <p></p> </font>     <div style="text-align: center;"><font><font face="Courier New" size="2"  style="font-family: verdana;">Recibido 01-V-2008. Corregido 20-X-2008. Aceptado 18-XI-2008.</font></font></div> <font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;">     <p> </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p style="font-weight: bold;"><font size="3">Referencias</font> </p>     <!-- ref --><p>Adl M., G.B. Alastair, G.B. Simpson, M.A. Farmer, R.A. Andersen, D.R. Andersen, J.R. Barta, S.S. Bowser, G. Brugerolle, R.A. Fensome, S. Frederico, T.Y. James, S. Karpov, P. Kugrens, J. Krug, C.E. Lane, L.A. Lewis, J. Lodge, D.H. Lynn, D.G. Mann, R.M. Mccourt, L. Mendoza, O. Moestrup, S.E. Mozley- Standridge, T.A. Nerad, C.A. Shearer, A.V. Smirnov, F.W. Spiegel &amp; M.F. Taylor. 2005. The new higher level classification of Eukaryotes with emphasis on the taxonomy of protists. J. Eukaryot. Microbiol. 52: 399-451. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272076&pid=S0034-7744200900010003200001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Calisher C.H., T.P. Monath, C.J. Mitchell, M.S. Sabattini, C.B. Cropp, J. Kerschner, A.R. Hunt &amp; J.S. Lazuick. 1985. Arbovirus investigations in Argentina, 1997-1980. III. Identification and characterization of viruses isolated, including new subtypes of Western and Venezuelan Equine Encephalites Viruses and four new Bunyaviruses (Las Maloyas, Resistencia, Barranqueras, and Antequera). Am. J. Trop. Med. Hyg. 34: 956-965. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272077&pid=S0034-7744200900010003200002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Campos R.E. &amp; V.E. Sy. 2003. Mortality in immatures of the floodwater mosquito <span style="font-style: italic;">Ochlerotatus albifasciatus </span>(Diptera: Culicidae) and effects of parasitism by <span style="font-style: italic;">Strelkovimermis spiculatus</span> (Nematoda: Mermithidae) in Buenos Aires Province, Argentina. Mem. Inst. Oswaldo Cruz 98: 199-208. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272078&pid=S0034-7744200900010003200003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Christensen J.B., J.L. Fetter-Lasko, R.K. Washino, R.C. Husband &amp; E.E. Kaufman. 1977. A preliminary field study employing <span  style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span>, a fungus, as a posible biological control agent against the pasture mosquito Aedes nigromaculis. Proc. Calif. Mosq. Vector Control Assoc. 45: 105. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272079&pid=S0034-7744200900010003200004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Dick M.W., M.C. Vick, J.G. Gibbings, T.A. Hedderson &amp; C.C. López Lastra. 1999. 18 S rDNA for species of <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia</span> and other Peronosporomycetes: JustificationforthesubclasstaxaSaprolegniomycetidae and Peronosporomycetidae and division of the Saprolegniaceae sensu lato into the families Leptolegniaceae and Saprolegniaceae. Mycol. Res. 103: 1119-1125. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272080&pid=S0034-7744200900010003200005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Fetter-Lasko J.L. &amp; R.K. Washino. 1978. Patterns of experimental infection of mosquito larvae by <span style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span>. J. Am. Mosq. Control Assoc. 46: 90. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272081&pid=S0034-7744200900010003200006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Fukuda T., D.R. Willis &amp; D.R. Barnard. 1997. Parasites of the asian tiger mosquito and other container-inhabiting mosquitoes (Diptera: Culicidae) in Northcentral Florida. J. Med. Entomol. 84: 226-233. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272082&pid=S0034-7744200900010003200007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Gabriel, K.R. 1971. The biplot graphic display of matrices with application to principal component analysis. Biometrika 58: 453-467. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272083&pid=S0034-7744200900010003200008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>García J.J. &amp; C.C. López. 1989. Infecciones por microsporidios y hongos en <span style="font-style: italic;">Culex dolosus</span> (Lynch Arribalzaga 1981) (Diptera: Culicidae) en Argentina y Uruguay. Neotropica 35: 9-14. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272084&pid=S0034-7744200900010003200009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Hallmon C.F., E.T. Schreider &amp; M.A. Bloomquist. 2000. Field trials of three concentrations of Laginex as biological larvicide compared to Vectobac-12 AS as a biocontrol agent for <span  style="font-style: italic;">Culex quinquefasciatus</span>. J. Am. Mosq. Control Assoc. 16: 5-8. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272085&pid=S0034-7744200900010003200010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>InfoStat. 2001. Manual del usuario, versión 1. Universidad Nacional de Córdoba. Córdoba, Argentina. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272086&pid=S0034-7744200900010003200011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Jaronski S.T. &amp; R.C. Axtell. 1982. Effects of organic water pollution on the infectivity of the fungus <span  style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span> (Oomycetes: Lagenidiales) for the larvae of <span style="font-style: italic;">Culex quinquefasciatus</span> (Diptera: Culicidae): Field and laboratory evaluation. J. Med. Entomol. 19: 255-262. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272087&pid=S0034-7744200900010003200012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Johnson, R.A. &amp; D.W. Wichern. 1992. Applied Multivariate Statistical Analysis. 3ra. ed. Prentice-Hall Int., Englewood Cliffs, New Jersey, Estados Unidos. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272088&pid=S0034-7744200900010003200013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Kerwin, J.L. 2007. Oomycetes: <span style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span>, p. 50-58. <span style="font-style: italic;">In</span> T. G. Floore (ed.). Biorational Control of Mosquitoes. J. Am. Mosq. Control Assoc. 23, Bull. No. 7. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272089&pid=S0034-7744200900010003200014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Lacey L.A. &amp; C.M. Lacey. 1990. The medical importance of riceland mosquitoes and their control using alternatives to chemical insecticides. J. Am. Mosq. Control Assoc. 2: 1-93. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272090&pid=S0034-7744200900010003200015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>López C.C. &amp; J.J. García. 1997. Presencia del hongo <span  style="font-style: italic;">Coelomomyces ilensis</span> var. indus como patógeno de larvas de mosquitos (Díptera: Culicidae) en la República Argentina. Rev. Iberoam. Micol. 14: 69-71. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272091&pid=S0034-7744200900010003200016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>López C.C., M.M. Steciow &amp; J.J. García. 1999. Registro más austral del hongo <span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii </span>(Oomycetes: Saprolegniales) como patógeno de larvas de mosquitos (Díptera: Culicidae). Rev. Iberoam. Micol. 16: 143-145. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272092&pid=S0034-7744200900010003200017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>López C.C., A.C. Scorsetti, G.A. Marti &amp; J.J. García. 2004. Host range and specifity of an Argentinean isolate of the aquatic fungus <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii </span>(Oomycetes: Saprolegniales), a pathogen of mosquito larvae (Diptera: Culicidae). Mycopathologia 158: 311-315. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272093&pid=S0034-7744200900010003200018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Lord J. &amp; T. Fukuda. 1988. An ultrastructural study of <span  style="font-style: italic;">Culex quinquefasciatus</span> larvae by <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii </span>(Oomycetes: Saprolegniales). Mycopathologia 104: 67-74. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272094&pid=S0034-7744200900010003200019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Lord J.C. &amp; D.W. Roberts. 1985. Solute effects on <span  style="font-style: italic;">Lagenidium Giganteum</span> zoospores motility and bioassay reproducibility. J. Invertebr. Pathol. 46: 160-165.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272095&pid=S0034-7744200900010003200020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><br> </p>     <!-- ref --><p>Mc Innis T. Jr. &amp; W.C. Zattau. 1982. Experimental infection of mosquitoes larvae by a species of the aquatic fungus Leptolegnia. J. Invertebr. Pathol. 39: 98-104. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272097&pid=S0034-7744200900010003200021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Organización Mundial de la Salud. 1979. Data sheet on the biological control agent <span style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span> (Couch 1935). Organización Mundial de la Salud, Division of Vector Biology and Control, Ginebra, Suiza. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272098&pid=S0034-7744200900010003200022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Pelizza S.A., C.C. López Lastra, J.J. Becnel, V. Bisaro &amp; J. J. García. 2007a. Biotic and abiotic factors affecting <span  style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> infection in <span  style="font-style: italic;">Aedes aegypti</span>. J. Am. Mosq. Control Assoc. 23: 177-181. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272099&pid=S0034-7744200900010003200023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Pelizza S.A., C.C. López Lastra, J.J. Becnel, V. Bisaro &amp; J.J. García. 2007b. Effects of temparature, Ph and salinity on the infection of <span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> Seymour (Peronosporomycetes) in mosquito larvae. J. Invertebr. Pathol. 96: 133-137. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272100&pid=S0034-7744200900010003200024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Pelizza S.A., C.C. López Lastra, J.J. Becnel, R.A. Humber &amp; J.J. García. 2008. Further research on the production, longevity and infectivity of the zoospores of <span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> Seymour (Oomycota: Peronosporomycetes). J. Invertebr. Pathol. 98: 314-319. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272101&pid=S0034-7744200900010003200025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Scholte E.J., B.G. Knols, R.A. Samson &amp; W. Takken. 2004. Entomopathogenic fungi for mosquito control: A review. J. Insect. Sci. 4: 1-24. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272102&pid=S0034-7744200900010003200026&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Seymour R.L. 1977. The systematic significance of pathogenicity of fungi for animals and plants, p. 111-134. <span  style="font-style: italic;">In</span> J. D.. Briggs (ed). Biological Regulation of Vectors. U.S. DHEW Publication No. (NIH) 77-1180. National Institute of Health, Washington, DC, Estados Unidos. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272103&pid=S0034-7744200900010003200027&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Seymour R.L. 1984. <span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span>, an Oomycetes pathogen of mosquito larvae. Mycologia 76: 113-120. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272104&pid=S0034-7744200900010003200028&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Umphlett C.J. &amp; C.S. Huang. 1972. Experimental infection of mosquito larvae by a species of the aquatic fungus Lagenidium. J. Invertbr. Pathol. 20: 326-331. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272105&pid=S0034-7744200900010003200029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Washino R.K., J. Fetter, C.K. Fukushima &amp; K. Gonot. 1976. The establishment of <span style="font-style: italic;">Lagenidium giganteum</span>, an aquatic fungal parasite of mosquitoes, three years after field introduction. Proc. Calif. Mosq. Control Assoc. 44-52. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272106&pid=S0034-7744200900010003200030&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>Zattau W.C. &amp; T. Mc Innis. 1987. Life cycle and mode of infection of <span style="font-style: italic;">Leptolegnia chapmanii</span> (Oomycetes) parasitizing Aedes aegypti. J. Invertebr. Pathol. 50: 134-145.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1272107&pid=S0034-7744200900010003200031&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><br> </p>     <p><font><font face="Courier New" size="2" style="font-family: verdana;"><a  name="1"></a>1. Los autores reconocen que actualmente todos los taxa pertenecientes a los Oomycetes (hongos acuáticos&nbsp; inferiores) están actualmente ubicados dentro del reino Chromista (=Straminipila) (Adl <span style="font-style: italic;">et al</span>. 2005) y han sido excluidas del grupo de los verdaderos hongos. No obstante, debido a que <span style="font-style: italic;">L. chapmanii</span> ha sido considerado históricamente un hongo hasta hace pocos años, en el presente trabajo se lo considera como tal para los fines prácticos.</font></font></p>     <p>&nbsp;</p>     <p>&nbsp;</p> </font>      ]]></body><back>
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