La pigmentación de Fusarium verticilliodes (Sacc.) como factor de virulencia en plántulas de maíz. El objetivo de este trabajo fue determinar la relación entre el color del pigmento producido por aislamientos de F. verticillioides y la virulencia en plántulas de maíz. Las mazorcas de maíz sintomáticas y asintomáticas se colectaron en el Estado de Veracruz, México durante el ciclo agrícola primavera-verano 2008. El experimento se analizó siguiendo un diseño experimental en parcelas con doble división y se realizó en condiciones de invernadero en dos ciclos; otoño-invierno 2008 y primavera-verano 2009, en el Colegio de Postgraduados Campus Montecillo, Estado de México. La pigmentación de los aislamientos obtenidos de semillas sintomáticas con micelio morado, fue más intensa y con micelio blanco mostraron un color más homogéneo, mientras que los de semillas asintomáticas tuvieron coloraciones de micelio violeta tenue y de blanco a crema. Los aislamientos obtenidos de semillas sintomáticas y asintomáticas fueron patogénicos, el de color morado de semillas sintomáticas fue más virulento que el blanco, caso contrario en semillas asintomáticas, donde el blanco fue más virulento.
The pigmentation of Fusarium ]]>
This research aimed to determine the relationship between the color of the pigment produced by isolates of F. verticilliodes and virulence in maize seedlings. Symptomatic and asymptomatic corn cobs were collected in Veracruz State, Mexico during the spring-summer cycle of 2008. The experiment was analyzed using an experimental design in split plots with a double division, under greenhouse conditions during two crop cycles, fall-winter of 2008 and spring-summer of 2009, in the Postgraduate College Campus Montecillo, ]]>
]]>
Key words: Fungi, purple-mycelium, white-mycelium, symptomatic and asymptomatic seed.
Introducción
El maíz (Zea mays L.) es uno de los cereales de mayor producción y consumo a nivel mundial (Torren 2008). En México, este cereal ocupa anualmente una superficie de aproximadamente ocho millones de hectáreas y se cultiva bajo diferentes regímenes de humedad, incluyendo riego y temporal (Oropeza et al. 2004).
Al ser una planta cultivada, el maíz no escapa del ataque de patógenos que reducen su producción (Eubanks 2001), como es el caso de Fusarium verticillioides población A (Sacc.) Nirenberg [Teleomorfo: Gibberella fujikuroi (Sawada) sin. Fusarium moniliforme (Sheldon) (Whalley 2003). A nivel mundial, esta especie causa pudrición de mazorca y tallo, así como tizón ]]>
et al. 1997).
Las especies del genero Fusarium sintetizan metabolitos que se clasifican con base en la actividad biológica, estos metabolitos ]]>
Algunos aislamientos de F. verticillioides al secretar pigmentos, presentan variaciones en medio de cultivo PDA (papa-dextrosa-agar) (Klittich y Leslie 1992) que van del color violeta al morado ]]>
et al. 1983), fitotóxicicas (Miller 1961), inhiben la germinación de las semillas (Kimura et al. 1981) y actúan como promotores de crecimiento al ser ingeridos por insectos (Jayaraman y Parihar et al. 1975). Se considera que los aislamientos de F. verticilliodes que producen pigmentos en medio de cultivo PDA, son más virulentos que los que no producen (Kimura ]]>
et al. 1981, Visconti et al. 1983). No obstante, su efecto como factor de virulencia aún no está bien definido (Golin´ski et al. 1991, Klittich y Leslie 1992, Medentsev et al. 2005).
El objetivo de este trabajo fue ]]>
Materiales y métodos
Colecta de muestras
Los granos de maíz con y sin síntomas de infección por F. verticilliodes se obtuvieron de mazorcas producidas en el estado de Veracruz, México, durante el ciclo primavera-verano 2008.
]]>
Aislamiento del patógeno
Se desgranaron las mazorcas y las semillas se desinfectaron con una solución de hipoclorito de sodio al 1,5%, por tres minutos. Posteriormente, se enjuagaron dos veces con agua destilada estéril y se colocaron en cámara húmeda para ]]>
Caracterización morfológica
Se realizó la identificación morfológica de los ]]>
Para obtener macro y microconidios se inoculó en cajas Petri micelio con el medio de cultivo “Carnation Leaf Agar” (CLA), a una temperatura de 22-24°C por 24 días (Morales-Rodríguez et al. 2006). Para la formación de ]]>
Ubicación filogenética
a) Extracción de DNA genómico. De manera independientemente, se tomaron aproximadamente 5 mm de micelio de los aislamientos de color blanco y morado derivados de semillas con y sin síntomas de pudrición de mazorca, incubados a 20 - 25ºC con luz blanca continua. El micelio, se colocó en un tubo Ep-pendorf de 200 μl conteniendo 30 μl de la solución de ]]>
b) Amplificación por PCR del DNA ribosomal. Para la amplificación de la región ITS se utiliza- ron los iniciadores universales ITS5 (5’-GGAAG-TAAAAGTCGTAACAAGG-3’) e ITS4 ]]>
La mezcla de reacción para PCR se preparó en un volumen ]]>
Las amplificaciones se realizaron con un ciclo inicial de desnaturalización a 95°C por dos minutos; 35 ciclos de ]]>
Todas las reacciones de PCR se llevaron a cabo en un Peltier Thermal Cycler PTC-200, las amplificaciones se verificaron por electroforesis en un gel de agarosa al 1,2% preparado con 1x TAE búfer (Tris ]]>
En la ]]>
c) Análisis filogenético de la región del ITS. Las secuencias de ambas regiones se ensamblaron y editaron usando BioEdit versión 7.0.5 (Hall 1999) para secuencia consenso. Esta se comparó con las secuencias depositadas en el GenBank del National Center for Biotechnology Information (NCBI), mediante la opción BLASTN 2.2.19 (Zhang et ]]>
2000). Para el análisis filogenético, la secuencia consenso se compiló en un archivo fasta y se alineó con el profile mode del Clustal W 1.8.1. (Thompson et al. 1994), incluido en el programa Mega 4.0.2 (Tamura et al. 2007) y analizada con el método de Máxima Parsimonia utilizando la opción Close Neighbour Interchange (CNI) search (nivel=1), con árbol inicial por adición al azar (10 reps) Los gap/missing se ]]>
Clasificación por pigmentación
Los cien ]]>
La medición del color de ]]>
1989) usando como ]]>
Concentración de papa en PDA. Los aislamientos con crecimiento micelial de color blanco y morado, obtenidos de semillas sintomáticas y asintomáticas, se sembraron independientemente en medio de cultivo PDA preparado con 50, 100,150 y 200 g de papa. Se observó la variación en la ]]>
Prueba de patogenicidad. El experimento se realizó en condiciones de invernadero en los ciclos otoño-invierno 2008, manteniendo una humedad relativa (HR) promedio de 65% a 22°C, en primavera-verano 2009 con una HR promedio de 75% a 24°C. Los aislamientos blanco y morado de semillas con y sin síntomas de ]]>
Las pruebas de patogenicidad de los diferentes aislamientos se llevaron a cabo mezclando diferentes proporciones del sustrato inoculado con suelo estéril (100% suelo: 0%inóculo, 80%suelo: 20% ]]>
En cada mezcla (tratamiento) se colocaron diez semillas de maíz blanco del sintético VS 356 (origen 2007B) provistas por el Campo Cotaxtla, del Instituto Nacional Investigaciones Agrícolas ]]>
Se realizaron tres evaluaciones de severidad del área foliar de las plántulas de maíz, con base en la siguiente escala diagramática: plántula sana (testigo) =1; plántula de tamaño reducido = 2; plántula clorótica y de tamaño reducido = 3; plántula con hojas atizonadas y/o ]]>
Los resultados obtenidos se analizaron con el programa SAS® System ]]>
Resultados y discusión
Caracterización ]]>
Los estados perieciales del genero de Fusarium admiten una organización en secciones, lo que permite caracterizarlos morfológicamente (Nelson 1990). Los aislamientos obtenidos de semillas sintomáticas y asintomáticas, presentaron características similares a F. verticillioides (Sacc.) Nirenberg (sin. F. moniliforme) (Figuras 1 a
4) miembro de la sección Liseola, en la que sus integrantes no forman clamidosporas, sino hinchamientos de hifas que ocasionalmente son confundidas con pseudoclamidosporas. Inicialmente, los aislamientos desarrollaron crecimiento miceliar en medio de cultivo PDA de color blanco, posteriormente naranja y finalmente morado (Nelson et al. 1983, 1990, 1992, Leslie y Summerell 2006). Fue poco frecuente la formación de macroconidias (Nelson et al. 1983) y cuando se presentaron tuvieron la célula apical curvada y la basal en forma de pie (Nirenberg y O´donell 1998) con tres a siete septos (Booth 1971). ]]>
et al. 2004). La morfometría de las estructuras originadas de los aislamientos obtenidos de semillas sintomáticas y asintomáticas se asemejó a F. verticillioides y fue similar en los cuatro aislamientos (Cuadro 1).
]]>
Ubicación filogenética
El árbol filogenético construido con la amplificación de los ITS (Figura 5) indicó que los aislamientos obtenidos de semillas con síntomas de pudrición de mazorca corresponden a F. verticilliodes, mientras que los aislamientos de semillas asintomáticas no se alinearon con una especie de Fusarium en específico. En una ubicación filogenética frecuentemente se utiliza la región del ITS y en ocasiones hay menos del 1% de similaridad en estas secuencias. En el complejo de especies de G. fujikuroi la región del ITS no detecta diferencias en especies que están relacionadas filogenéticamente (Zeng et al. 2009).
]]>
En la amplificación de IGS, los aislamientos de semillas sin síntomas caen dentro del grupo de especies complejas de G. fujikuroi. La divergencia de la secuencia de la región del IGS es mayor que la de las secuencias de la región del ITS (Sugita et al. 2004), lo que permitió confirmar la ubicación de los aislamientos. Debe considerarse que las secuencias de nucleótidos y las estructuras de la región IGS responsable de la heterogeneidad no se han terminado de comprender (Shihomi et al. 2009), por lo que es necesario usar otras herramientas moleculares para determinar la especie a la que corresponde los aislamientos provenientes de las semillas asintomáticas.
Medición de color con espectrofotómetro
La absorbancia a 550 nm indicó que la cantidad de luz absorbida a esta longitud de onda por los aislamientos procedentes de semillas sintomáticas con micelio morado fue de 2,012, mientras que la del micelio blanco fue de 0,176. De manera similar, los aislamientos con micelio blanco y morado obtenidos de semillas asintomáticas obtuvieron valores de absorbancia de 0,226 y 0,714, respectivamente. Comparativamente los valores de absorbancia, en los aislamientos con micelio color morado tuvieron valores numéricos más altos que los aislamientos con micelio blanco. Los pigmentos 8-0- methylfusarubin producido por F. subglutinas (Visconti et al. 1983) y el 8-0 methyljavanicin producido por F. verticilliodes da lecturas de absorbancia a 550 nm (Kimura et al. 1981) con un comportamiento similar a los pigmentos obtenidos de los aislamientos.
Efecto de la concentración de papa en medio de cultivo PDA sobre la pigmentación del micelio de F. verticillioides
El comportamiento en medio de cultivo de los aislamientos de semillas con síntomas y semillas sin síntomas fue similar. A los cinco días después de la siembra (dds), el crecimiento micelial de color morado en medio de cultivo con 50 gramos de papa fue difuso y delgado, con pigmentación no definida. El micelio de las colonias blancas, mostró un aspecto fino, desarrollo homogéneo y sin pigmentación. En medio de cultivo PDA con 100 gramos de papa, el crecimiento micelial fue lento y con aspecto algodonoso. En medio de cultivo PDA con 150 y 200 gramos, el crecimiento micelial producido por los aislamientos de color blanco y morado mostraron una coloración naranja que posteriormente se tornó morada.
A los 30 dds, el crecimiento micelial color blanco en medio con 50 gramos de papa fue homogéneo y sin pigmentación. Las colonias con micelio color morado desarrollaron una pigmentación más definida e intensa. La pigmentación se produce bajo condiciones adversas o de deficiencia de algún elemento (Mendentsev et al. 2005). En medio de cultivo PDA con 100, 150 y 200 gramos de papa el crecimiento micelial incrementó la consistencia algodonosa, los micelios blancos y morados no tuvieron una coloración bien definida, ya que en diferentes puntos dentro de la caja de Petri mostraron pigmentación morada con micelio algodonoso. La pigmentación puede ser variegada en el medio de cultivo, lo que sugiere que la producción del pigmento es influenciada por la concentración de papa (Klittich y Leslie 1992).
En algunos casos, cuando se estudia la heradabilidad de un pigmento y la progenie no lo reproduce homogéneamente, puede deberse a que la pigmentación está asociada a un carácter multigénico (Klittich y Leslie 1992, Nirenberg y O´Donell 1998).
Prueba de patogenicidad
El valor de Pr > F de la fuente de variación bloque, no mostró diferencias significativas, debido a que las repeticiones del experimento tuvieron el mismo comportamiento. Por ejemplo, las macetas con inóculo del aislamiento color morado obtenido de semillas sintomáticas color morado, tuvieron el mismo comportamiento en los cinco bloques, siendo consistente en la evaluación de severidad en área foliar y en el peso de la raíz (Cuadro 2).
La significancia de la fuente de variación tratamiento fue <0,0001 tanto en la evaluación de severidad del área foliar como en el peso de raíz (Cuadro 2). Las plántulas sin inóculo (Tratamiento 1) (Figura 6A) tuvieron el mayor peso de raíz (DMS de 0,146) y no mostraron área foliar dañada (DMS de 5,9), por lo que se coloca en un grupo diferente del resto de los tratamientos. Al incluir el tratamiento 1 en el análisis de varianza, se incorpora una variabilidad que no está asociada con ningún aislamiento o color, por lo que no se consideró en el análisis de varianza ni en la comparación de medias de Tukey.
Los resultados de la proporción suelo: concentración de inóculo confirmaron la existencia de una relación directamente proporcional entre la severidad y la concentración del inóculo (Cuadro 3). El tratamiento 6 con mayor cantidad de inóculo, tuvo el valor de severidad media más alto (grupo a). En contraste, en el tratamiento 2, que correspondió a la concentración más baja de inóculo, el porcentaje de severidad fue menor y se ubicó en el grupo (c) con dos diferencias mínimas significativas con respecto al tratamiento 6. ]]>
Estadísticamente, la severidad en las plántulas es similar en los tratamientos con un 40%, 60% y 80% de inóculo, es decir en los tratamientos 3, 4 y 5, respectivamente. Sin embargo, los datos experimentales muestran un claro patrón en el que la media de infección incrementa conforme hay mayor concentración de inóculo en el sustrato.
El peso de la raíz y la concentración del inóculo presentaron una relación inversamente proporcional (Cuadro 3.). El tratamiento 2 correspondiente al sustrato con menor cantidad de inóculo (20%), registró la media del peso de raíz con el valor más alto y estadísticamente diferente al resto de tratamientos (e). En contraste, el tratamiento 6 (mayor concentración de inóculo, 100%), registró la media del peso de raíz con menor valor, ubicado en el grupo (a).
Por otro lado, la agrupación de medias indicó que la severidad media observada en el área foliar y en el peso de la raíz, no incrementaron significativamente, independientemente del origen del aislamiento (semillas con o sin síntomas de F. verticilliodes). No obstante, aunque la evidencia estadística indique que los aislamientos no son significativos a un nivel de significancia estándar (α=0,05), en la determinación del grado de severidad el valor Pr > F se muestra una probabilidad de error de 0,1189 (Cuadro 2). Debe considerarse que en un rango de probabilidad de 0 a 1 se puede afirmar que el aislamiento de semillas con síntomas de F. verticilliodes es más virulento, por lo que la probabilidad de que la afirmación sea correcta es de 0,8811 el cual es un valor cercano a 1. De acuerdo con lo observado durante las evaluaciones, la experiencia visual sugiere que dicho aislamiento es más virulento por el daño que provoca en el área foliar y la disminución del peso de raíz (Figura 6b y Figura 7a), que los aislamientos obtenidos de semillas sin síntomas de infección (Figura 7b y c).
El diseño experimental en parcelas con doble división dejó ver que la interacción aislamiento-color fue significativa, por lo que fue estudiada mediante un análisis de varianza, considerando como fuentes de variación; tratamiento y la interacción antes mencionada (Cuadro 4).
En la severidad del área foliar no hay significancia en la fuente variación aislamiento-color, por lo que las posibles interacciones entre el color de micelio y el aislamiento obtenido de semillas sintomáticas o asintomáticas, resultarían en un solo grupo. Debido a lo subjetivo que puede ser una evaluación visual de daño foliar se debe considerar la variable peso de raíz en este caso la fuente de variación de la interacción aislamiento-color es significativa (Cuadro 4). Como resultado de la agrupación de medias de esta variable, se tiene que el aislamiento color morado obtenido de granos sintomáticos, es el más virulento, ya que tiene la media con el menor peso de raíz en comparación con el aislamiento blanco obtenido de semillas sintomáticas. Por otro lado, el aislamiento blanco obtenido de semillas asintomáticas es más virulento que el aislamiento morado obtenido de semillas asintomáticas (Cuadro 5). ]]>
Se asocia una mayor virulencia con un menor peso de raíz porque este comportamiento lo tuvieron las raíces de plántulas que interactuaron con los diferentes aislamientos del hongo, ya que en promedio las raíces de las plántulas que se desarrollaron sin estar en contacto con F. verticilliodes tuvieron el doble del peso de raíz (Figura 8).
Fue notable que en concentraciones altas el micelio pigmentado (Kimura et al. 1981) y no pigmentado (micelio blanco) como en los no pigmentados (micelio blanco) aislado de los dos tipos de semilla inhibiera la germinación. Algunos aislamientos de F. verticilliodes producen infecciones asintomáticas en semilla. Sin embargo, una vez que se promueve el crecimiento micelial, el hongo logra infectar a la semilla afectando la emergencia de la plántula (Yates y Jaworski 2000). El hongo es capaz de colonizar tejidos de la planta de maíz durante todo su ciclo vegetativo, incluyendo raíz, tallo, mazorca y semillas (White 2004).
Aunque durante la selección de las semillas la presencia del hongo no fue perceptible, no implicó que estas no estuvieran infectadas (Singh y Singh 1977, Thomas y Buddenhagen 1980). La infección asintomática puede presentarse en cualquier parte de la planta y ser transmitida por la semilla a las plántulas, pudiendo o no desarrollar una infección sistémica (Munkvold y Desjardins 1997). Está reportado que los granos de maíz son muy vulnerables a las infecciones asintomáticas de semillas (Mendoza et al. 2006), ya que las hifas colonizan los espacios intercelulares a diferencia de las infecciones sintomáticas, en las cuales el hongo se desarrolla inter e intracelularmente (Oren et al. 2003).
Los aislamientos de F. verticilliodes pueden o no producir pigmentación (Nelson 1992). En el presente trabajo se destacó que el micelio morado del asilamiento de semillas con síntomas fue más virulento que el micelio blanco del mismo aislamiento. En contraste, el micelio blanco del aislamiento de semillas asintomáticas fue más virulento que el micelio morado de este aislamiento.
Los aislamientos provenientes de semillas sintomáticas y asintomáticas causaron daño foliar y disminuyeron el peso de la raíz. El aislamiento color morado obtenido de semillas con síntomas de F. verticilliodes fue más virulento que el aislamiento de color blanco. En contraste, el aislamiento de color blanco obtenido de semillas asintomáticas fue más virulento que el aislamiento color morado.
Literatura citada
Booth, C. 1971 The genus Fusarium. Ed. Commonwealth Micological Institute. England. 213 p. [ Links ]
Chelkowski, J. 1989. Fusarium mycotoxins, taxonomy and pathogenicity; topics in secondary metabolism. Vol.2. Elsevier Sci. Publi. B.V. New York. U.S. 492 p. [ Links ]
Eubanks, MW. 2001. The mysterious origin of maize. Eco- nomic Botany 55(4):492-514. [ Links ]
De León, C. 2004. Enfermedades del maíz. Una guía para su identificación en campo. 4a ed. Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo, El Batan, Mex. 123 p. [ Links ]
Felsenstein, J. 1985. Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap. Evolution 39:783-791. [ Links ]
Golin´ski, P; Chełkowski, J; Zajkowski, P; Kostecki, M. 1991. Do the pigments differ chemotaxonomically in fungi belonging to the genus Fusarium?. Mycotoxin Research 7(A(Suppl.) Part. II):165-171. [ Links ]
Hall, TA. 1999. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symposium Series 41:95-98. [ Links ]
Jayaraman, S; Parihar, DB. 1975. Isolation of a growth promoting pigment from foodgrains infested with Fu- sarium moniliforme. Indian Journal of Experimental Biology 13(3):313-314. [ Links ]
Kimura, Y; Takashi, H; Nakajima, H. 1981. Isolation, Identification and Biological Activities of 8-O-Methyl-javanicin Produced by Fusarium solani. Agric. Biol Chem. 45 (11):2653-2654. [ Links ]
Klittich, JR; Leslie, JF. 1992. Identification of a second mating population within the Fusarium moniliforme anamorph of Gibberella fujikuroi. Mycologia 84: 541-547. [ Links ]
Leslie, JF; Summerell, SB. 2006. The fusarium laboratory manual. Irs. Ed. Blackwell Publi. Iowa, USA. 388 p. [ Links ]
Levic, J; Halda, L; Penčic´, V. 1994. Reduced pigmentation and growth of Fusarium cultures caused by Enterobacter cloacae strains. Phytopathologia Mediterranea. 33(1):71-77. [ Links ]
Mendoza, EM; Andrio, EE; López, BA; Rodríguez, GR; Moreno, LL; Rodríguez, HS. 2006. Tasa de Infección de la pudrición del tallo en maíz causada por Fusarium moniliforme. Agronomía mesoamericana 17: 19-24. [ Links ]
Medentsev, AG; Arinbasarova, A Yu; Akimenko, VK. 2005. Biosynthesis of Naphthoquinone Pigments by Fungi of the Genus Fusarium. Applied Biochemistry and Microbiology 41:503–507. [ Links ]
Miller, MW. 1961. The Pfizer handbook of microbial metabolites. McG. Company, INC.USA.792 p. [ Links ]
Morales-Rodríguez, I; Yáñez-Morales, M; Silva Rojas, HV; García de los Santos, G; Guzman de Peña, D. 2006. Biodiversity of Fusarium species in Mexico associated with ear rot in maize, and their identification using a phylogenetic approach. Mycopathologia 163:31-39. [ Links ]
Munkvold, GP; Desjardins, AS. 1997. Fumonisins in maize. Can we reduce their occurrence? Plant Disease 81(6): 556-563. [ Links ]
Nelson, PE; Toussoun, TA; Marasas, WF. 1983. Fusarium species; an illustrate manual for identification. The Penn. Stat. Univ. Press. USA. 193 p. [ Links ]
Nelson, PE; Burgess, LW; Summerell, BA. 1990. Some morphological and physiological characters of fusarium species in sections liseola and elegans and similar species. Mycologia 82(1):99-106. [ Links ]
Nelson, PE. 1992. Taxonomy and biology of Fusarium moniliforme. Mycopathologia 117:29-36. [ Links ]
Nirenberg, H. I.; O´Donell, K.1998. New Fusarium species and combinations within the Gibberella fujikuroi species complex. Mycologia 90(3):434-458. [ Links ]
O´Donnell, K. 1992. Ribosomal DNA internal transcribed spacer are highly divergent in the phytopatogenic ascomycete Fusarium sambucinum (Gibberella pulicaries). Current Genetics 22:213-220. [ Links ]
Oren, L; Smadar, E; Cohen, D; Sharom, A. 2003. Early events in the Fusarium verticillioides-maize interaction characterized by using a green fluorescent protein-expressing transgenic isolate. Applied Enviromental. Microbiology 69(3):1695-1701. [ Links ]
Oropeza, RM; Molina, GJ; Cervantes, TS. 2004. Logros del programa de mejoramiento genético de maíz del Campus Veracruz – C.P. al 2004. Agrociencia 36(4):421-431. [ Links ]
SAS Institute. Inc. 2002- 2003. Version 9.1.3. SAS Institute Inc., Cary. NC. USA. [ Links ]
Singh, D; Singh, T. 1977. Location of Fusarium moniliforme in kernels of maize and disease transmission. Indian Journal of Mycology and Plant Pathology 7:32-38. [ Links ]
Shihomi, U; Michio, I; Makoto, K. 2009. Structure and organization of the rDNA intergenic spacer region in Pythium ultimum. Mycoscience 50(19):224-232. [ Links ]
Sugita, T; Ikeda, R; Nishikawa, A. 2004. Analysis of Trichosporon isolates obtained from the houses of patients with summer-type hypersensitivity pneumonitis. Journal.Clin. Microbiol. 42(12):5467-5471. [ Links ]
Thompson, JD; Higgins, DG; Gibson, TJ. 1994. Clustal W: improving the sensitivy of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, positions-specific gap penalties and weight matrix choice. Nucleic Acids Research 22:4673-4680. [ Links ]
Thomas, MD; Buddenhagen, IW. 1980. Incidence and persistance of Fusarium moniliforme in symptomless maize kernels and seedlings in Nigeria. Mycologia 72(5):882-887. [ Links ]
Torren, FA. 2008; Rodríguez-Montessoro, R; De León, C. In El cultivo del maíz; temas selectos. Primera Ed. Mundi-Prensa. 126 p.
Vigier, B; Reid, ML; Seifert, AK; Stewart, WD; Hamilton, RI. 1997. Distribution and prediction of Fusarium species associated with maize ear rot in Ontario. Canadian Journal Plant Pathology 19(1):60-65. [ Links ]
Visconti, A; Surico, G; Iacobellis, NS; Bottalico, A. 1983. Production of pigments by isolates of Fusarium moniliforme Sheld. from cereals in Italy and their antibacterial activity. Phytopathologia Mediterranea 22(3):152-156. [ Links ]
Whalley, JA. 2003. The name Fusarium moniliforme should no longer be used. Mycol. Res. 107(6):641-644. [ Links ]
White, TJ; Bruns, TJ; Lee, S; Taylor, J. eds. 1990. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In M.A. Innis, D.H. Gelfand, J.J. p. 315-322. [ Links ]
White, DG. 2004. Plagas y enfermedades del maíz. The American Phytopathological Sociate. 2da Ed. Mundi- Prensa, México 77 p. [ Links ]
Yates, IE; Jaworski, A. J.2000. Differential growth of Fusarium moniliforme relative to tissues from ‘Silver Queen’, a sweet maize. Canadian Journal Botanic 78(4):472-480. [ Links ]
Zhang, Z; Schwart, S; Wagner, L; Miller, W. 2000. A greedy algorithm for aligning DNA sequences. Journal of Computational Biology 7:203-214. [ Links ]
Zeng, J; Souza, MC; Fukushima, K; Takizawa, K; Correja, MO; Pereira, NR; Nishimura, K. 2009. Identification of Trichosporon spp. strains by sequencing D1/D2 region and sub-typing by sequencing ribosomal intergenic spacer region of ribosomal DNA. J Huazhong Univ Sci Technol 29:655-658. [ Links ]
]]>
*Correspondencia a:Alma Rosa Solano-Báez, Carlos De León-García De Alba, Guadalupe Valdovinos-Ponce & Lauro Soto-Rojas: Instituto de Fitosanidad. Fitopatología. Colegio de Postgraduados, Km. 36.5 Carretera México-Texcoco Montecillo, C.P. 56230. solanob@colpos.mx, cdeleon@colpos.mx, gvapon@colpos.mx, rojo@colpos.mx, respectivamente. Hilda Victoria Silva-Rojas: Colegio de Postgraduados, Producción de Semillas, Campus Montecillo, Km. 36.5 carretera Mexico-Texcoco, Montecillo, Edo. de Mexico CP 56230. hsilva@colpos.mx
1 Este trabajo corresponde a una Tesis de Maestría realizada en el Instituto de Fitosanidad – Fitopatología del Colegio de Postgraduados, Edo De Méx. México. 2 Instituto de Fitosanidad. Fitopatología. Colegio de Postgraduados, Km. 36.5 Carretera México-Texcoco Montecillo, C.P. 56230. solanob@colpos.mx, cdeleon@colpos.mx, gvapon@colpos.mx, rojo@colpos.mx, respectivamente. 3 Colegio de Postgraduados, Producción de Semillas, Campus Montecillo, Km. 36.5 carretera Mexico-Texcoco, Montecillo, Edo. de Mexico CP 56230. hsilva@colpos.mx
Recibido: 21 de octubre, 2010. Aceptado: 3 de octubre, 2011.
]]>19712131989Vol.249220015544492-51420044a ed123198539783-79119917II^sAII^sAA165-17119994195-9819751333313-31419814511112653-2654199284541-54720063881994331171-7719877822242-24720061719-24200541503-5071961792200616331-3919978166556-56319831931990821199-106199211729-3619989033434-458199222213-220200369331695-170120043644421-431SAS Institute. Inc20021977732-382009501919224-23220044212125467-54712007241596-15991994224673-468019807255882-887200811261997191160-6519832233152-156200310766641-6441990315-322200427720007844472-48020007203-214200929655-658
