*Dirección ]]>

---

Abstract

Food and reproductive biology of Farlowella vittata ]]> Farlowella vittata in Pringamosal Creek, Güejar River drainage, Orinoco River basin, Colombia. Five collecting expeditions were done during both high and low rain seasons of 2008 and 2009. Physical and chemical water parameters were measured, and fish were captured from several points along the total length of the  7km  stream, to characterize their biometry and stomach contents. Our results showed that Pringamosal creek is a first order stream, about 3.5m wide and with an average depth of 1m in our study area. Dissolved oxygen values were 6.2mg/L during low water and 2.7mg/L during high water phase. The creek ]]>

Key words: diet, reproduction, Teleostei, tropical freshwater fish.


Resumen

Los peces de quebradas neotropicales conviven con una  considerable  variación  espacial  y  temporal  de  sus alimentos. La  disponibilidad de estos alimentos depende de  diferentes  factores  tales  como  la  morfología  de  los canales, la ]]> Farlowella vittata (Siluriformes: Loricariidae)  en  el Arroyo  Pringamosal,  cuenca  del  río Güejar, cuenca  del río Orinoco, Colombia. Se realizaron cinco ]]> 2.7mg/L durante altas lluvias, es oligotrófico con tendencia a la eutrofización. Ciento ]]>

Palabras clave: dieta, reproducción, Teleostei, pez tropical.
 
]]> En las últimas décadas la fauna de peces asociada a los cuerpos de agua dulce se está viendo afectada por actividades antrópicas que ocasionan un deterioro en la calidad del recurso hídrico, y que alteran las propiedades físicoquímicas y biológicas propias de estos sistemas. Esto ha resultado en cambios severos en la distribución y estructura de la ictiofauna que habitan en estos ambientes. El gran reto para los ictiólogos es conocer los recursos ícticos a una velocidad mayor a la que ]]>

Es importante realizar estudios ecológicos que permitan conocer más sobre las diversas especies de peces que habitan estos ecosistemas y las interacciones de las poblaciones de otros vertebrados e invertebrados que lo habitan. ]]>

El género Farlowella es un representante de la familia de peces Loricariidae, que comprende 25 especies válidas que se distribuyen desde el norte de Venezuela hasta la cuenca del río La Plata en Argentina. Por su parte, Farlowella vittata, se distribuye en la cuenca del Orinoco que incluye ]]> Farlowella vittata.

Materiales y Métodos

Área  de  estudio:  El  trabajo  se  realizó en  el  arroyo  o  caño  Pringamosal  afluente del caño Blanco a 211m.s.n.m., y éste a su vez afluente del Río Güejar, en el Municipio de Vista Hermosa, Meta, Colombia (Fig. 1). Nace en La Serranía de La Macarena dentro del complejo fitogeográfico Guayano-Colombiano a ]]>
Recolecta de datos: Se ]]> In situ como: oxígeno disuelto (mg/L), porcentaje de saturación de oxígeno (%) temperatura superficial del agua (ºC) y temperatura aire (ºC) con oxímetro (OXI196-Microprocesador), y conductividad (µs/cm) con conductímetro (HANNA HI98842). Ancho y profundidad por medio ]]>

Los 130 ejemplares recolectados fueron debidamente etiquetados con un número, fecha, lugar y el nombre de recolectores. Para cada individuo se evaluó el peso total (g) con una pesa analítica (Adventurer-Ohaus H226) hasta ]]> F. vittata se preservaron ]]> et al. 2010). Los contenidos estomacales se analizaron con el método numérico y de frecuencia (Hyslop 1980), y se evaluaron por época, talla y sexo.

Además, se analizó el coeficiente de vacuidad (V) (Hyslop 1980) que permite conocer período de alimentación de la especie, y se ]]>

Se calculó el ]]> b   donde: Wt=peso total del ejemplar (g), Ls=longitud estándar (en mm), b=coeficiente angular de la regresión peso total-longitud estándar. Para el ítem de reproducción se utilizó la relación gonadosomática (RGS) (Vazzoler ]]>

La fecundidad (Ricker 1968) se determinó mediante el método de las submuestras secas, y ]]>

El total de ejemplares se distribuyeron en tallas según su longitud estándar. Al utilizar la ecuación: A=N/R, R=√n y N=Max-Min, donde A=amplitud de los intervalos, R=número de intervalos, n=número de observaciones, Max=valor  máximo,  Min=valor  mínimo.  Se realizó un análisis de ]]>

]]>
Resultados

Hábitat: El caño Pringamosal es de tipo primario, de agua típicamente cristalina, ancho promedio de 3m y una profundidad de 0.5m durante las bajas lluvias, que aumentan a 5.2m y 1.3m respectivamente, durante las altas ]]> Cuadro 1).

Farlowella  vittata  convive  en  sintopia con grupos de peces Characiformes (cuatro familias).  Characidae  resultó  ser  la  familia más representativa con 15 géneros y 17 especies, seguido por Lebiasinidae con dos especies,  y  por  Crenuchidae  y  ]]>

Frecuencia  de  tallas:  Se  examinaron en total 130 ejemplares, que comprendieron siete  tallas  (I  a  VII),  escala  86.0-190.4mm de  largo  estándar  (LE)  y  una  amplitud  de 14.8mm  entre  ]]> Fig. 2), no fueron observadas diferencias entre las tallas y los periodos climáticos.

Morfología del tracto digestivo: F. vittata posee boca ventral, con dientes filiformes que forman  una  estructura  similar  a  un  rastrillo, los labios son carnosos en forma de embudo, con papilas adhesivas para fijarse al sustrato. El estómago es oblongo y se diferencia del intestino por medio de un esfínter ]]>

El intestino presentó un ]]>

Dieta:  F.  vittata  se  alimenta  al  raspar rocas, troncos y ]]> Cuadro 2). A ]]> Pinnularia sp. (15.94%N-90.68%F), seguido por Stauroneis sp. (13.42%N-83.05%F), detritus (10.28%N-0.34%F) y Navicula sp. (10.11%N-69.49%F). Además, de Gonatozygon  sp.  (6.23%N-60.17%F),  ]]> Oedogonium sp. (5.93%N-64.41%F) y material vegetal (4.57%N-66.10%F).  Los  menos  consumidos y  que  constituyen  alimento  ocasional,  con bajo  aporte  a  la  dieta  de  la  especie  fueron: Alonella sp. (0.04%N-1.69%F), Pediastrum        sp. (0.04%N-0.85%F)    Diaptomus ]]> Branchionus    sp. (0.03%N-1.69%F), larva de díptera; Ceratopogonide (0.02%N-1.69%F) y restos de insectos (0.01%N-0.85%F) (Cuadro 2). El índice de diversidad de Shanon-Weaver para los organismos consumidos por F. vittata registró un valor de 3.2 bits, por lo que se deduce que la especie tiende a ser eurífaga. ]]>
El Análisis  de  Componentes  Principales (ACP) para de la dieta arrojó registros muy cercanos a los observados en los porcentajes de  los  ítems  para  las  heterogéneas  medidas (Fig. 3), donde el componente uno (27.24%), dos  (20.77%)  y  tres  (8.74%)  expresaron  un 53.75% de la variación, esta fue explicada principalmente en el componente uno por los ítems; Pinnularia sp., Stauroneis sp., Detritus y Navicula sp., en el componente dos por: Sirurella sp. y Gonatozigon sp. y en el componente tres por Pleurotaenium sp. (Cuadro 3 y 4).

Se observó un mayor consumo de fitoplancton durante bajas lluvias (86.47% A.R.), así como larvas o partes de insectos (0.04% A.R.) al comparar con la época de altas lluvias (82.47%-0.02% A.R., respectivamente). Además, se observó en cuanto al consumo de fitoplancton: ]]> Coelastrum sp. (0.35%N-7.02%F), Desmidium  sp.  (0.21%N-5.26%F)  y  Surirella        sp. 0.17%N-5.26%F);    Zooplancton:     Erglypha    sp.    (0.08%N-5.26%F), Alonella   sp.   (0.08%N-3.51%F),    Diaptomus   ]]> F. vittata en este período fue 2.96 bits.

Durante las altas lluvias fue mayor ]]> Oscillatoria sp. (0.53%N-13.11%F), Chaetophora     sp.     (1.53%N-21.31%F), Cladophora     sp. (1.12%N-18.03%F), Pediastrum   ]]> Diaoma sp.    (1.89%N-29.51%F),    Tabellaria sp. (3.93%N-47.54%F) y Volvox sp. (0.10%N-4.92%F); zooplancton: Porcellus sp. (0.48%N-3.51%F), que no se determinaron en bajas lluvias (Cuadro ]]> ). El índice de diversidad de Shanon-Weaver para los organismos consumidos por F. vittata en este período fue 3.21 bits.

Durante    las    dos    épocas,    el    organismo    más   ]]> Pinnularia  sp.  (19.12%N-91.23%F  bajas  lluvias  y 12.22%N-90.16%F altas lluvias), detritus (10.48%N-91.80%F) para la época de altas lluvias y Stauroneis sp. (10.11%N-86.89%F altas lluvias y 16.25%N-78.95%F bajas lluvias). Los ítems menos consumidos en volumen y en frecuencia para las dos épocas fueron: Ceratopogonidae (0.02%N-1.75%F bajas  lluvias  y  0.02%N-1.64  %F  altas  lluvias), ]]> Rotaria sp. (0.04%N-1.75%F bajas lluvias y 0.10%N-4.92%F altas lluvias) y restos de insectos (0.02%N-1.75%F bajas lluvias) (Cuadro 2).

El ANDEVA de Kruskal-Wallis mostró diferencias estadísticamente significativas de los ítems alimenticios entre sexos: Characium sp. (p=0.018), Cosmarium sp. (p=0.020) y Gonatozygon sp. (p=0.0123), y entre tallas: Surirella sp. (p=0.0197), Tabellaria sp. (p=0.006), Characium sp. (p=0.0002), Porcellus sp. (p=0.0052), Eastrum sp. (p=0.005) y Diatoma ]]> sp. (p=0.0008). No fueron encontrados estómagos vacíos durante los períodos de muestreo, por lo cual el índice de vacuidad no se aplicó.

Factor de condición (K): El ]]> Fig. 4). Se presentó una alta y positiva correlación entre la longitud estándar y el peso total (Y=-5.64885+0.0678988*x, r=0.95).

Reproducción: De 118 ejemplares examinados, a 108 se les determinó el sexo; 56 fueron ]]> 2=0,16 p≥0.05 gl=1) esperado para poblaciones naturales. Las hembras  fueron  más  abundantes  durante  la  primera época de bajas y altas lluvias (16 y 20 individuos, respectivamente) y los machos en la segunda época de bajas lluvias (20 ejemplares). En el segundo período de altas lluvias se colectó igual cantidad de machos y hembras (15 individuos cada uno). La talla de maduración sexual en hembras para el 50% se registró a ]]> Fig. 5).

Relación gonadosomática (RGS): En machos varía durante las épocas; con valores mínimos durante las bajas lluvias (0.42 y 0.20) y  máximos  durante  las  altas  lluvias  (0.70  y 0.65). Los valores de RGS ]]> Fig. 6), y coincide con registros del factor de condición (K) (Fig. 4).

Fecundidad:    Los    conteos    arrojaron un promedio de 46 ovocitos (21-73; D.E=26) por hembra en bajas y 54 ovocitos (31-80; D.E=24.5) por hembra durante altas lluvias.  Se  observó  un  correlación  positiva entre  la  longitud  estándar  y  la  fecundidad (Y=-42.4447+0.752507*x;  ]]>
]]>

Discusión

Farlowella vittata es un pez bentónico y por carecer de vejiga gaseosa se le facilita nadar en el fondo y barrer el sustrato con el labio y papilas en busca de ]]> et al. 2008). F. vittata posee un estómago definido y se encuentra separado del intestino por la presencia de un esfínter pilórico. No se encontraron estómagos vacíos; indican digestión y respiración (Agostinho & Delariva 2001).
]]>
En peces detritívoros como Prochilodontidae, Curimatidae y Loricariidae de América del Sur, el aprovechamiento de un abundante alimento y su bajo valor nutritivo hace más difícil la digestión, lo que da como respuesta adaptativa un intestino estrecho, largo y enrollado para el aprovechamiento del alimento (Román-Valencia  1993  a,  b,  Agostinho  &  Delariva 2001). Las longitudes del intestino y estándar presentaron alta y positiva ]]> et al. 2003).

La dieta de F. vittata se basó principalmente en fitoplancton. Se encontró, además zooplancton, material vegetal, detritus/sedimento (materia orgánica particulada asociada a porciones variables de partículas minerales), y como alimento ocasional se encontraron algunos restos de insectos (en un estómago) y  larvas  de  Diptera  (Ceratopogonidae)  (en dos estómagos). Agostinho & Delariva (2001) reportan un amplio espectro de ítems alimentarios (detritus, algas, larvas de insectos acuáticos gasterópodos, sedimentos, esponjas y ]]> Megalancistrus aculeatus, Hypostomus microstomus, Hypostomus margartifer entre otros). Power (1983) y Gerking (1994) comentan que la boca con labios succionadores puede dificultar la ingestión de pequeños organismos selectivamente al raspar el sustrato; lo que explica la presencia de partes y larvas de insectos en la dieta de F. vittata; que por el bajo porcentaje de estos ítems, es considerado como un ]]>

Los ítems más consumidos fueron Pinnularia sp., Stauroneis sp. y Navicula sp.; consideradas  como  algas  epilíticas  (adhieren a rocas y troncos) y epifíticas (se adhieren a ]]> F. vittata según  la  época.  Se  observa  mayor  consumo de fitoplancton y larvas o partes de insectos durante las bajas lluvias, y de zooplancton y materia  vegetal  y  ]]> et al. 1999).

]]> Se destaca el efecto de la estacionalidad porque los cambios temporales de los factores bióticos  y  abióticos  alteran  la  estructura  de la red alimentaria a lo largo del año y, como consecuencia, los peces a menudo muestran cambios estacionales en la dieta (Shalloof & Khalifa 2009). Estas diferencias son esperadas por la incorporación de nuevos organismos transportados por las aguas de las lluvias a partir de los hábitats terrestres, y probablemente, por el efecto de los ]]> et al. 2008).

Dentro de la perspectiva de la supervivencia, el crecimiento y la reproducción, los peces dependen de la energía y nutrientes generados por ingesta de alimento (Wootton 1992, Gerking 1994). Hahn et al. (1999) enfatizaron ]]> et al. 2007). Esta asociación es evidente por el mayor consumo de material vegetal ]]>

El factor de condición ]]> et al. 2007). El aumento y descenso del factor de condición (K) en machos sucede de manera asincrónica con hembras. El aumento, permite suponer una buena ingestión previa de alimento con el fin de obtener reservas energéticas para el evento reproductivo y también se puede considerar como indicador de la liberación de ovocitos (Román-Valencia et al. 2007, Román- Valencia & Hernández 2007).
]]>
El ciclo reproductivo en peces es un proceso dinámico y puede estar acompañado por la asociación a las variaciones estacionales de los estadios de maduración gonadal, la relación gonadosomática y el factor de condición, que al estar relacionados y al analizarse conjuntamente proporcionan indicaciones del período reproductivo (Braga et al. 2008). En F. vittata se ]]> et al. 2005, Braga 2005). Las diferencias en contenido de grasa en las especies, está estrechamente relacionadas con la historia de vida (Nikolskii 1963). La caída del factor de ]]> Rhinelepis aspera una reducción progresiva en valores medios del factor de condición e índice hepatosomático durante el período de maduración gonadal, teniendo valores mínimos durante la reproducción, que se refleja durante el inicio de las altas lluvias, donde “K” tiene su menor valor tanto en machos como en hembras ]]>

No existe información disponible relativa a las zonas de desove de especies de Farlowella, sin embargo, se observó que el pico de desarrollo gonadal de F. vittata es al final de las altas lluvias e inicio de las bajas, ]]> Chaetostoma thomsoni el aumento del oxígeno facilita la postura y el cuidado parental de los huevos, necesario para una alta oxigenación de las camadas en su  desarrollo  normal;  lo  que  concuerda  con los valores altos de oxígeno y porcentaje de saturación ]]>

Lamas (1993) encontró una correlación entre la fecundidad y el tamaño de primera ]]> Farlowella  vittata  presentó una baja fecundidad (21-80 ovocitos), al compararla con otras especies de Loricariidae: Dei Tos et al. (1997) para Loricariichthys platymetopom (508 ovocitos), ]]> Agostinho (1985) para  Rhinelepis  aspera  (47  370  ovocitos). Baja  fecundidad  también  ha  sido  reportada para  Ancistrus  sp.  (20-200  ovocitos)  (Sabaj et al. 1999), en Chaetostoma thomsoni (198 ovocitos) (Cedeño, 1984) y en Chaeostoma fischeri (168 ovocitos) (Román-Valencia & López 1996). La ]]> F. vittata, puesto que se encontró una alta correlación entre la fecundidad y la longitud estándar.

De acuerdo con Gross & Sargent ]]> F. vittata al presentar una baja fecundidad y un ovocito grande (0.8-1.6mm) es probable que presenten cuidado parental, Retzer (com. pers.) observó individuos de F. vittata en un acuario. En el momento de la reproducción, los huevos fueron colocados en el cristal, aun teniendo diversos sustratos para ovopositar. La hembra seleccionó este lugar y los machos estimularon a poner los huevos por medio de los odontodes en su ]]>


Agradecimientos

Se recibió ]]>

---

Referencias

Agostinho, A.A. ]]> Rhinelepis aspera (Agassiz 1829) (Osteichthyes, Loricariidae) do río Paranapaema. Tese du Doutorado, Universidade Federal de São Carlos, São Carlos, Brasil.         [ Links ]

Agostinho, A.A. & R.L. Delariva. 2001.   Relationship between  morphology  and  diets  of  six  Neotropical loricáridos. J. Fish Biol. 58: 832-847.         [ Links ]

Bicudo,  C.E.M. & R.M.T. Bicudo. 1970. Algas de águas continentais para o  desenvolvimento do ensino em ciencias. São Paulo, Brasil.         [ Links ]

Bicudo, C.E.M. & M. Menezes. 2006. Algas de águas continentais brasileiras. São Carlos, Brasil.         [ Links ]

Borba, C.S., R. Fugi, A.A. Agostinho & G.C Novakowski. 2008. Dieta de Astyanax asuncionensis (Characiformes, Characidae), em riachos da bacia do río Cuiabá, Estado de Mato Grosso. Acta Sci. Biol. Sci. Maringá 30: 39-45.         [ Links ]

Braga, F.M. 2005. Feeding and condition factor of characidiin fish in Ribeirão Grande system, Southeastern Brazil. Acta Sci. Biol. Sci. Maringá 27: 271-276.         [ Links ]

Braga, F.M., L.M. Gomiero & U.P. Souza. 2008. Aspectos da  reprodução  e   alimentação  de  Neoplecostomus microps (Loricariidae, Neoplecostominae) na microbacia  do  Ribeirão  Grande,  serra   da  Mantiqueira oriental (Estado de São  Paulo). Acta Sci. Biol. Sci. Maringá 30: 455-463.         [ Links ]

Cañas, D.G. 2001. Relaciones fitogeográficas de las sierras y afloramientos rocosos de la  Guayana Colombiana: un estudio  preliminar. Rev. Chil. Hist. Nat. 74: 353-364.         [ Links ]

Cedeño, J. 1984. Contribución al conocimiento del corroncho, Chaetostoma thomsoni en el río Ambicá, Huila. Trabajo de grado,  Universidad Nacional de Colombia, Bogotá         [ Links ].

Dei To´s, C., A.A. Agostinho & H.I. Suzuki. 1997. Population structure and reproductive biology of Loricariichthys  platymetopon (Siluriformes, Pisces) in  the upper river Paraná. Braz. Arch.  Biol.  Technol. 40: 793-807.         [ Links ]

Deus, C.P. & M. Petrere-Junior. 2003. Seasonal diet shifts of seven fish species in an Atlantic rainforest stream in southeastern Brazil. Braz. J. Biol. 63: 579-588.         [ Links ]

Esteves, K.E. & J.M.R. Aranha. 1999. Ecologia trófica de peixes de riachos. In E.P. Caramaschi, R. Mazzoni & P.R. Peres-Neto (eds.). Ecologia de Peixes de Riacho. PPGE-UFRJ, Rio de Janeiro, Brasil.         [ Links ]

Franceschini,   I.M.,  A.L.  Burliga,  B.  De   Reviers,  J.F. Prado  & S.H. Rézig. 2010. Algas: uma  abordagem filogenética, taxonômica e ecológica. Artmed, Porto Alegre, Brasil.         [ Links ]

Gerking,  S.D. 1994. Feeding ecology of fish. Academic, Nueva York, USA.         [ Links ]

Hahn, N.S., V.E. Loureiro & R.L Delariva. 1999. Atividade alimentar  da  curvina  Plagioscion  squamosissimus (Heckel, 1840) (Perciformes, Sciaenidae) no río Paraná. Acta Scientiarum 21: 309-314.         [ Links ]

Hynes, H.B.N. 1950. The food of fresh water Sticklebacks (Gasterosteus  aculeatus  and  Pygosteus  pungitius), with a review of methods used in studies of the food of fiches. J. Anim. Ecol. 19: 36-58.         [ Links ]

Hynes, H.B.N. 1972. The Ecology of running waters. University of Toronto, Toronto, Canada.         [ Links ]

Hyslop,  E.J.  1980.  Stomach  contents  analysis  a  review and methods and their application. J. Fish Biol. 17: 411-429.         [ Links ]

Kramer, D.L. & M.J. Bryant. 1995. Intestine length in the fishes of a tropical stream 2. Relationships to dietthe long and short of a convoluted issue. Environ. Biol. Fish. 42: 129-141.         [ Links ]

Maldonado-Ocampo, J.A. & J.S. Usma. 2006. Estado del conocimiento sobre peces dulceacuícolas en Colombia, p.  174-194.  In M.E Chávez & M.  Santamaría (eds.). Informe Nacional sobre el avance en el conocimiento y la información sobre la biodiversidad 19982004 Instituto de Recursos Biológicos Alexander von Humboldt, Bogotá D.C., Colombia.         [ Links ]

Monteiro,  V.,  E.  Benedito  &  W.M.  Domingues.  2007. Efeito  da estratégia de vida sobre as  variações no conteúdo  de  energia  de  duas  espécies  de  peixes (Brycon hilarii e Hypophthalmus edentatus), durante o ciclo reprodutivo. Acta Sci. Biol. Sci. Maringá 29: 151-159.         [ Links ]

Power,  M.E.  1983.  Grazing  responses  of  tropical  freshwaters fishes to different scales of variation in their food. Environ. Biol. Fish. 9: 103-115.         [ Links ]

Retzer, M.E. 2004. Taxonomic studies of the catfish genus Farlowella (Loricariidae)  and Subfamily Auchenoglanidae (Claroteidae). Cybium 22: 223-236.         [ Links ]

Retzer, M.E. & L.M Page. 1996. Systematics of the stick catfish, Farlowella  Eigenmann & Eigenmann (Pisces,  Loricariidae). Proc. Acad. Nat. Sci. Phil.  147: 33-88.         [ Links ]

Ricker, W.E. (ed.). 1968. Methods for   assessment  of fish production in freshwaters, Blackwell Scientific, Oxford, England.         [ Links ]

Román-Valencia, C. 1993a. Ciclo biológico del Bocachico Prochilodus  magdalenae  (Steindachner  1879)  Pisces:  Prochilodontidae) en la cuenca del Río Atrato, Colombia. Brenesia 39-40: 59-70.         [ Links ]

Román-Valencia,  C.  1993b.  Historia  natural  del  Jetudo Ichthyoelephas longirostris (Steindachner 1879) (Pisces, Prochilodontidae) en la cuenca del Río la Vieja, Alto Cauca, Colombia. Brenesia 39-40: 71-80.         [ Links ]

Román-Valencia, C. & J. López. 1996. Sobre  la biología del  Corroncho  Chaetostoma  fischeri  (Steindacher, 1879) (Pisces: Loricariidae) en el río La Vieja, Alto Cauca,  Colombia.  Boletín  Ecotrópica:  ecosistemas tropicales 30: 37-56.         [ Links ]

Román-Valencia, C. & J. Hernández. 2007. Ecología trófica y reproducción de  Imparfinis nemacheir (Siluriformes:  Heptateridae) de la cuenca del Río La Vieja, Alto Río Cauca, Colombia. Dahlia (Rev. Asoc. Colomb. Ictiol.) 9: 25-32.         [ Links ]

Román-Valencia, C., A. Botero & R.I. Ruiz. 2003. Trophic and reproductive ecology of Roeboides dayi (Teleostei: Characidae)  from upper Rio Cauca, Colombia. Bull. Mus. Reg. Hist. Nat. Torino 20: 16-20.         [ Links ]

Román-Valencia, C., J. Hernández & H.F. Samudio. 2007. Sobre  ecología de Characidium  caucanum  (Pisces: Crenuchidae) en el Alto Río Cauca, Colombia. Dahlia (Rev. Asoc. Colomb. Ictiol.) 9: 33-42.         [ Links ]

Román-Valencia, C. & H. Samudio. 2007. Dieta y reproducción  de  Lasiancistrus  caucanus  (Pisces:  Loricariidae) en la cuenca del río La Vieja, Alto Cauca, Colombia. Rev. Mus. Argentino Cienc.  Nat., n.s. 9: 95-101.         [ Links ]

Sabaj, M.H., A. Ambruster & L.M. Page. 1999. Spawning in Ancistrus (Siluriformes:  Loricariidae) with comments on the evolution of snout tentacles as a novel reproductive strategy: larval mimicry. Ichthyological Exploration of Freshwaters 10: 217-229.         [ Links ]

Shalloof, K.A. & N. Khalifa. 2009. Stomach contents and feeding  habits  of  Oreochromis  niloticus  (L.)  from Abu-Zabal lakes, Egypt. World Appl. Sci. J. 6: 1-5.         [ Links ]

Silva,  E.L., R. Fugi & N.S. Hahn. 2007.  Variações temporais e ontogenética na dieta de um peixe onívoro em ambiente impactado (reservatórío) e em ambiente natural (baía) da bacia do río Cuiabá. Acta Sci. Biol. Sci. Maringá 29: 387-394.         [ Links ]

Sokal, R.R. & F.J. Rohlf. 1995. Biometry. W.H. Freemand, San Francisco, California, U.S.A.         [ Links ]

Tsikliras, A.C., M. Torre & K.I. Stergiou.  2005. Feeding habits and trophic level of round Sardinella (Sardinella aurita) in the northeastern Mediterranean (Aegean Sea, Greece). J. Biol. Res. 3: 67-75.         [ Links ]

Uherkovich, G. 1976. Algen aus des flussen río Negro und río Tapajos. Amazonia, Colombiana. Amazoniana 4: 517-528.         [ Links ]

Vazzoler, A.E. de A. 1996. Biología de reproducao de pexis teleosteos: teoría y  práctica. Universidad Estatal do Brasil. Maringa, EDUEM; Sau Paulo, Brasil.         [ Links ]

Wentworth, C. 1922. A scale of grade and class terms for clastic sediments. J. Geology 30: 377-392.         [ Links ]

Wootton, R.J. 1992. Fish ecology. London, Great Britain.         [ Links ]

*Correspondencia:
Carlos A. García-Alzate: Laboratorio de Ictiología, Universidad del Quindío, A.A. 2639, Armenia, Quindío, Colombia. cagarcia@uniquindio.edu.co. Departamento de Biología, Universidad del Atlántico, Km 7 antigua  vía a Puerto Colombia, Barranquilla, Atlántico Colombia; carlosalzate@mail.uniatlantico.edu.co
César Román-Valencia: Laboratorio de Ictiología, Universidad del Quindío, A.A. 2639, Armenia, Quindío, Colombia. ceroman@uniquindio.edu.co ]]> Ana M. Barrero: Laboratorio de Ictiología, Universidad del Quindío, A.A. 2639, Armenia, Quindío, Colombia. nanyanamaria@hotmail.com

1. Laboratorio de Ictiología, Universidad del Quindío, A.A. 2639, Armenia, Quindío, Colombia; cagarcia@uniquindio.edu.co, ceroman@uniquindio.edu.co, nanyanamaria@hotmail.com
2. Correspondencia: Departamento de Biología, Universidad del Atlántico, Km 7 antigua  vía a Puerto Colombia, Barranquilla, Atlántico Colombia; carlosalzate@mail.uniatlantico.edu.co

---