Conferencias Magistrales
Ehrlichiosis y anaplasmosis en Costa Rica
Ehrlichiosis and anaplasmosis in Costa Rica
Gaby Dolz,1*,2* Leyda Ábrego,2 Luis E. Romero,2 Liliana Campos-Calderón,3* Laura Bouza-Mora,3 Ana E. Jiménez-Rocha4*
Resumen
Descriptores: Ehrlichia, Anaplasma, humanos, perros, venados cola blanca, garrapatas
Abstract
Ehrlichiosis and anaplasmosis are tick borne infectious diseases caused by bacteria from the family Anaplasmataceae. They both can infect humans, amongst other species, and their clinical presentation can be associated to a common cold or compatible to dengue hemorrhagic fever, a common disease in
Keywords: Ehrlichia, Anaplasma, humans, dogs, white tail deer, ticks
Los géneros Ehrlichia y Anaplasma, infectan diferentes células hematopoyéticas, nombrándose a las enfermedades, según las células sanguíneas infectadas. Ehrlichia canis y Ehrlichia chaffeensis afectan monocitos y linfocitos, por el contrario Ehrlichia ewingii y Anaplasma phagocytophilum tienen especial tropismo por granulocitos, y Anaplasma platys predilección por las plaquetas. Las bacterias ingresan a las células sanguíneas por fagocitosis, y se alojan en vacuolas citoplasmáticas, en donde se dividen hasta formar colonias de bacterias conocidas como mórulas, característica distintiva de este grupo de patógenos.1, 3 Típicamente aparecen en las extensiones sanguíneas, como inclusiones de
El tamaño del genoma de las especies de Ehrlichia y Anaplasma es relativamente pequeño (
En humanos se han reportado infecciones emergentes con E. chaffeensis, A. phagocytophilum, E. ewingii, y E. canis.2 En perros han sido reportados E. canis, E. ewingii, A. platys, E. chaffeensis, y A. phagocytophilum.6, 7,8
E. canis fue la primera especie del género Ehrlichia reconocida y desde su descubrimiento en Argelia en 1935 por Donatien y Lestoquard ha sido identificada en regiones tropicales y subtropicales de todo el mundo ocasionando la ehrlichiosis monocítica canina (CME, por sus siglas en inglés). Inicialmente fue denominada como Rickettsia canis, y cobró mucha importancia durante la guerra de Vietnam por causar la muerte de cientos de perros militares.9 Aunque originalmente se consideró como agente exclusivo de caninos, recientemente se discute su importancia como agente con potencial zoonótico, debido a la detección de infección en humanos de Venezuela con y sin asociación de signos clínicos, 10,11 además de evidencia serológica en humanos de Argentina12 y de Brasil.13, 14
E. chaffeensis fue descrita por primera vez en humanos de Estados Unidos por Maeda y colaboradores en 1987 quienes la caracterizaron equivocadamente como una nueva cepa de E. canis. Estudios posteriores revelaron su verdadera etiología, al ser aislada de un recluta de la Armada de Estados Unidos en Fort Chaffee, Arkansas, de donde adquirió su nombre.15 Desde entonces, ha sido reconocida por causar la ehrlichiosis monocítica humana o HME (por sus siglas en inglés) y años más tarde se descubrió que también era capaz de infectar naturalmente a perros16 y coyotes en Estados Unidos;17 además, se reporta su presencia en cabras18 y venados de cola blanca, confirmando a éstos últimos como reservorios naturales del agente, aunque muchas especies de vertebrados pueden servir como reservorios.19 La mayoría de los casos de HME se han reportado en Estados Unidos.20 Hallazgos serológicos de E. chaffeensis en seres humanos en diferentes partes del mundo21,22 deben de interpretarse con cuidado, ya que se reportan reacciones cruzadas entre E. canis y E. chaffeensis, y por otro lado, la garrapata vector está restringida a Norte América.23
E. ewingii es el agente etiológico de la ehrlichiosis granulocítica canina (EGC) o ehrlichiosis ewingii humana. Fue descubierta como causante de enfermedad en perros de Estados Unidos en 1971, pero no fue hasta 1985 que se le consideró como una especie distinta, ya que inicialmente se pensó que era una cepa de E. canis menos virulenta.24, 25 En 1999 se encontró de forma accidental en humanos de Estados Unidos, que presentaban síntomas de ehrlichiosis. Desde entonces se reportan casos en perros y humanos de Estados Unidos, en donde incluso estudios epidemiológicos la han descrito como la especie más prevalente en perros del estado de Missouri.26, 27 Fuera de América, existe un sólo reporte del agente en Camerún, donde se encontró en 2 perros naturalmente infectados.28 Infecciones naturales han sido confirmadas en ciervos (Odocoileus virginianus), los cuales pueden ser importantes reservorios de este agente.29
A. platys, causante de la trombocitopenia cíclica infecciosa canina (ICCT, por sus siglas en inglés) fue reportado en perros por primera vez en Estados Unidos.30 La enfermedad afecta solamente a caninos. A la fecha, no se ha encontrado en otras especies, incluyendo a los humanos.8
A. phagocytophilum es el agente causante de la anaplasmosis granulocítica humana (HGA, por sus siglas en inglés), y comprende los anteriores géneros de Ehrlichia equi y Ehrlichia phagocytophila.1 Fue reportada por primera vez como patógeno en ovejas de Escocia en 1932, luego en caballos de Estados Unidos en 1969, y finalmente en perros de ese país en 1971 y 1982.7 No fue hasta en 1990 que se describió por primera vez la enfermedad en seres humanos.4 Afecta tanto a humanos, como a numerosas especies de animales domésticos y silvestres, entre las que se reportan perros, caballos, cabras, ovejas, gatos, rumiantes y animales silvestres, incluyendo aves, que podrían desempeñar un papel en la diseminación de la enfermedad.31,32 Los reservorios de A. phagocytophilum se consideran sobre todo los roedores y los cérvidos. El agente se mantiene en la naturaleza en un ciclo biológico garrapata-mamífero-garrapata y los humanos son hospederos accidentales al ser infectados ocasionalmente por garrapatas portadoras de la bacteria.33 Las diferencias en la preferencia de diversos hospedadores, en la variedad de manifestaciones clínicas y en la distribución geográfica del agente se atribuyen a la existencia de múltiples cepas de A. phagocytophilum.1 En ciertos animales reservorios han sido evidenciadas recientemente cepas apatógenas para humanos, lo que hace reconsiderar el rol definitivo del venado cola blanca en el mantenimiento de cepas infectivas de A. phagocytophilum.34
Las garrapatas actúan como vectores biológicos de la ehrlichiosis y anaplasmosis, siendo Rhipicephalus sanguineus el vector biológico de E. canis.35 Experimentalmente, también se ha logrado la transmisión por Dermacentor variabilis.36 La transmisión de este agente en la garrapata R. sanguineus ocurre transestadialmente.37 La garrapata Amblyomma americanum sirve como vector biológico de E. chaffensis y E. ewingii38,39 y se sospecha de D. variabilis, debido a que el ADN de los dos agentes han sido detectados en dicha garrapata,40 E. ewingii además ha sido encontrado en R. sanguineus; sin embargo, son necesarios más estudios para determinar el posible rol de estas garrapatas como transmisores. Se sospecha que A. platys es transmitida por la garrapata R. sanguineus; sin embargo, el papel de esta garrapata, como vector biológico, no ha sido confirmado.30 Como vectores de A. phagocytophilum se consideran sobre todo las garrapatas de los géneros Ixodes y Amblyomma .33
La garrapata adquiere el agente al alimentarse de animales que se encuentran en la fase aguda de la enfermedad y aún quizá en la fase subclínica.41,42 Dentro del vector, la bacteria pasa del intestino a las glándulas salivales transmitiéndose a un nuevo hospedador cuando la garrapata se alimenta nuevamente. Estudios han comprobado que una garrapata adulta puede sobrevivir desde 155 hasta 568 días sin alimentarse y que posee capacidad de transmitir el agente hasta 155 días post infección.42
La CME se manifiesta en perros con síntomas como fiebre, depresión, anorexia y pérdida de peso en la fase aguda, encontrándose en el laboratorio trombocitopenia, leucopenia, anemia ligera e hipergamaglobulinemia. La fase crónica se caracteriza por hemorragia, epistaxis y edema.43 La CME cursa en humanos con síntomas similares a los reportados para la HME.2, 11
E. chaffeensis produce en humanos una enfermedad aguda caracterizada por manifestaciones clínicas no específicas, principalmente presentando fiebre, dolor de cabeza, escalofrío, anorexia, vómitos y en algunos casos leucopenia, trombocitopenia y un elevado nivel de transaminasas hepáticas.15,23 En perros naturalmente infectados no se han podido determinar signos clínicos significantes; sin embargo, un reporte de tres perros naturalmente infectados con E. chaffeensis documentó serios signos incluyendo vómitos, epistaxis, linfadenomegalia y uveítis.44
En el primer reporte de E. ewingii en humanos se reportó fiebre, dolor de cabeza, trombocitopenia y leucopenia, parece afectar sobre todo a personas inmunosuprimidas.26,33 Los perros infectados con este agente presentan principalmente fiebre y trombocitopenia, pero también pueden mostrar ataxia y paresis, además la fase crónica ha sido asociada con poliartritis.27
La infección aguda con A. platys se caracteriza por una parasitemia en las plaquetas, seguida por episodios de trombocitopenia que ocurren en intervalos de 7 a 14 días, 30 rara vez ocurre hemorragia; sin embargo, trabajos realizados en Estados Unidos45 y en Venezuela, 46 han reportado signos clínicos de mayor severidad, similares a aquellos asociados a infecciones con E. canis: disfunción de plaquetas, anemia, leucopenia, hipoalbuminemia e hipergamaglobulinemia.
Diagnóstico
Para el diagnóstico de la ehrlichiosis y anaplasmosis se emplean diversas técnicas laboratoriales que incluyen: la identificación de mórulas o cuerpos de inclusión en frotis sanguíneos51 y la detección de anticuerpos mediante inmunofluorescencia indirecta (IFI).22 Recientemente se ha incrementado el uso de técnicas moleculares tales como la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR, por sus siglas en inglés). La secuenciación y el aislamiento primario en cultivo celular son otras técnicas empleadas en casos importantes y generalmente para fines de investigación.11
El método más simple, rápido y económico para detectar la bacteria, es la visualización de la mórula en células de sangre periférica; sin embargo, es también la técnica menos sensible e inespecífica, debido a que no se detectarán bajas cantidades circulantes de bacterias en sangre, y en ocasiones, es posible encontrar inclusiones no relacionadas a Ehrlichia y Anaplasma que pueden causar confusión en el diagnóstico.52 Finalmente, esta técnica no permite la diferenciación entre las diferentes especies de la familia Anaplasmataceae, por presentar una morfología idéntica y poseer tropismo por las mismas células.1
Actualmente hay disponibles pruebas serológicas inmunoenzimáticas e inmunofluorescentes de excelente sensibilidad, especificidad y confiabilidad, pero los anticuerpos generalmente están ausentes durante las dos primeras semanas de aparición de los síntomas de la enfermedad, y pueden persistir hasta ocho meses después de la eliminación del agente del organismo. También es posible que se presenten reacciones cruzadas entre los miembros de la familia Anaplasmataceae, y con otros agentes rickettsiales, ocasionando asi diagnósticos poco precisos. Solamente un incremento o una disminución de 4 veces en el título de anticuerpos en sueros pareados tomados con 4 semanas de diferencia se considera como diagnóstico confirmatorio para casos clínicos de ehrlichiosis y anaplasmosis.33
En cuanto el aislamiento de estas bacterias mediante cultivo celular, ésta sigue siendo la prueba de oro para confirmar el diagnóstico; sin embargo, implica un proceso de incubación de varias semanas, requiere de laboratorios de seguridad grado 3 y personal especializado, resultando además ser una técnica muy laboriosa y poca sensible.33, 34 Además, en el caso de E. ewingii no se ha logrado su cultivo celular.16
En los últimos años, las técnicas moleculares han ganado aceptación como un método importante para la detección de agentes rickettsiales, implementándose muchos protocolos de investigación, esto debido a que son métodos altamente sensibles, específicos, rápidos y confiables. El PCR permite detectar el ADN de la bacteria en la muestra de sangre del paciente, en animales reservorios y en garrapatas, mientras que la secuenciación confirma o determina la especie infectante. Debido a su alta sensibilidad, permite el diagnóstico temprano del agente, antes de que se desarrollen los anticuerpos, permite determinar el estado de portador y diferenciar entre las especies de Ehrlichia y Anaplasma.6,40,41,44 Además, debido a la imposibilidad de aislar E. ewingii en cultivo celular, el diagnóstico de la infección con este agente puede ser determinado solamente con el uso de técnicas moleculares.26
La técnica de PCR convencional basada en la amplificación de regiones del gen 16S ARNr de Ehrlichia y Anaplasma ha demostrado efectividad en muestras de sangre de humanos y animales, reportándose un límite de detección de 20pg para Ehrlichia,16,53,33 y se han obtenido aún mejores resultados utilizando técnicas de PCR de tipo anidado, que han incrementado la sensibilidad de la prueba hasta un límite de detección de 0.2 pg de ADN.54,55,56 Para Ehrlichia spp. también se emplea una técnica de PCR basada en la amplificación del gen dsb (gen Thio-Disulfido Oxireductasa). El producto de las reacciones puede utilizarse para fines de secuenciación.28,55
Tratamiento y profilaxis
Se cree que un posible mecanismo mediante el cual Ehrlichia sobrevive dentro de la célula, es inhibiendo la fusión fagosoma-lisosoma, efecto que es restaurado tras la administración de doxiciclina. También existen otras drogas con comprobada eficacia como tetraciclina, oxitetraciclina, y cloranfenicol.42 Se recomienda administrar doxiciclina como tratamiento de elección en seres humanos cada 12 horas durante 14 días.33 Para perros el protocolo recomendado es de 10mg/Kg una vez al día por 28 días;57 sin embargo, Harrus et al.44 encontraron que este tratamiento elimina el agente en 16 días. En la mayoría de los casos, los perros en fase aguda de la enfermedad responden al tratamiento con doxiciclina dentro de
Ehrlichiosis en Costa Rica
El agente causal de la CME se reportó por primera vez en Costa Rica en 1995, por medio del hallazgo de cuerpos de inclusión y mórulas en leucocitos de caninos infectados, confirmándose estos hallazgos por medio de IFI en muestras de suero de los caninos previamente diagnosticados.58 Durante muchos años la CME fue detectada rutinariamente en caninos mediante frotis sanguíneos y serología, considerándose una enfermedad endémica en el país, con casos constantes y aumentos durante ciertos periodos del año (Marzo – Abril, Agosto – Setiembre), cuando las condiciones climáticas, generaban un ambiente propicio para el desarrollo y supervivencia del vector (Dra. Ana Meneses Guevara, comunicación personal).
Fue hasta en el año 2005 que se diagnosticó en el Sistema de Salud de Costa Rica el primer caso de ehrlichiosis en una niña de Santa Ana; San José, que presentaba fiebre, manifestaciones cutáneas y neurológicas, y cuya muestra, así como la de los perros que convivían con ella, se enviaron al Centro de Control de Enfermedades (CDC, por sus siglas en inglés) en Atlanta, determinándose la presencia de Ehrlichia spp. en la sangre de los caninos. A la niña se le trató exitosamente con antibióticos (Dra. Gaby Dolz, comunicación personal).
Un estudio realizado en 2006, encontró 70% de casos seropositivos en 30 perros sospechosos de sufrir ehrlichiosis utilizando un inmunoensayo enzimático comercial (Tesis de Grado, UNA. Prevalencia serológica y citológica de la ehrlichiosis canina en Costa Rica. Mónica Rímolo, 2006).
En el 2007 se reportaron en Costa Rica dos casos clínicos de ehrlichiosis granulocitotrópica humana en dos hospitales diferentes del Valle Central de Costa Rica, basados en el cuadro clínico y la presencia de mórulas granulocíticas en sangre periférica.59,60 Estos hechos ocasionaron que la Caja Costarricense de Seguro Social (CCSS) incorporara esta patología en el diagnóstico diferencial de las enfermedades febriles.60
El diagnóstico molecular, la caracterización y el aislamiento celular de E. canis en perros de Costa Rica se logró por primera vez en el 201061. Romero y colaboradores lograron amplificar mediante PCR 16S ARNr anidado, ocho muestras sanguíneas de caninos con sintomatología compatible a ehrlichiosis, resultando positivas para E. canis. La secuenciación de parte del gen dsb de esas ocho muestras y su análisis a través del BLAST mostró 100% de identidad con todos los aislamientos de E. canis depositados en el GenBank, además se logró aislar cuatro de estas muestras mediante cultivo celular.61 Se logró detectar además ADN de E. canis en un 47.7% (148/310) de muestras sanguíneas provenientes de perros con sintomatología sugestiva de CME de diferentes provincias de Costa Rica (San José 17%, Alajuela 38%, Heredia 15%, sin datos geográficos 30%) utilizando el PCR 16S ARNr anidado. En ninguna de las muestras procesadas se detectó ADN de E. chaffeensis o E. ewingii.61
Al comparar los resultados del diagnóstico de E. canis obtenidos mediante frotis sanguíneo y PCR en sangre de perros del Valle Central de Costa Rica con sintomatología sospechosa de CME, solamente en 103 (57,9%) de los casos positivos en frotis sanguíneo se logró el diagnóstico molecular de E. canis, mientras que de las 122 muestras reportadas negativas (sin inclusiones) un 36,0% (44) de los casos resultaron positivas en la técnica de PCR. Para la prueba de frotis sanguíneo se determinó una sensibilidad del 70,1%, especificidad del 51,0%, valor predictivo positivo de 57,9% y valor predictivo negativo de 63,9%, comparado con la técnica de PCR. El análisis de regresión logística con la información recolectada de los animales reveló asociación positiva (p<0,05) con la presencia de inclusiones, pero no con la edad o el sexo del animal; mientras que la aplicación de la prueba t-student detectó diferencias altamente significativas en los promedios de las variables de hematocrito y hemoglobina entre perros PCR positivos y perros PCR negativos a E. canis.62 De 30 muestras evaluadas previamente mediante serología, solamente un 25,0% de los casos seropositivos y un 36,4% de los casos seronegativos resultaron positivos en el diagnóstico molecular de E. canis. El trabajo concluye, que el hallazgo de valores bajos de hematocrito y hemoglobina en combinación con signos clínicos y la detección de inclusiones en muestras sanguíneas representan un fuerte indicio de infección con ehrlichiosis; sin embargo, es necesaria la aplicación de una técnica molecular como método diagnóstico confirmativo.62
En el trabajo realizado por Ábrego et al.63 se analizó mediante PCR la presencia de A. platys en 300 muestras sanguíneas provenientes de perros atendidos en clínicas veterinarias del Valle Central de Costa Rica. Un total de 19 (6.33%) muestras de diferentes áreas geográficas (San José, Heredia, Alajuela, Cartago y Guanacaste) resultaron positivas a A. platys. En 7 muestras caninas se encontró además infección mixta (A. platys y E. canis). Una muestra sanguínea positiva a A. platys fue secuenciada mostrando una similitud del 100%.63 En tres de estas muestras se detectó además ADN de A. phagocytophilum, una muestra provenía de un perro de Jacó, Puntarenas, mientras que de las otras dos muestras no se pudo obtener su procedencia.64 A. phagocytophilum fue sin embargo, reportado por primera vez en Costa Rica por Soto (Tesis de Posgrado UNA. Detección molecular de Ehrlichia canis, Ehrlichia chaffensis, Ehrlichia ewingii, y Anaplasma phagocytophilum en garrapatas y venados de Costa Rica. José Luis Soto Rivas. 2010). En este estudio se analizaron 34 muestras de sangre de venados cola blanca, por medio de PCR, encontrándose el agente en un venado de San Carlos. La secuenciación de la muestra confirmó los hallazgos.
Por otro lado, estudios realizados con 160 garrapatas recolectadas de perros, detectaron por PCR anidado E. canis, A. platys y A. phagocytophilum en 43 (26.87%), 5 (3.12%) y 2 (1.25%) garrapatas R. sanguineus, respectivamente, siendo éste el primer reporte de la presencia de estos agentes en garrapatas de Costa Rica. Dos garrapatas presentaron además infecciones mixtas con E. canis y A. platys. Las garrapatas positivas a E. canis provenían de San José, Heredia, Alajuela y Cartago, las positivas a A. platys de Heredia y Alajuela, y las positivas a A. phagocytophilum de San José y Heredia.64,65
En el trabajo realizado por Bouza-Mora (Tesis de Posgrado UCR. Uso de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) e inmunofluorescencia indirecta (IFA) como técnicas de diagnóstico confirmatorio para Ehrlichia spp en donadores de Bancos de Sangre. Laura Bouza-Mora. En preparación) en donadores de Bancos de Sangre de Costa Rica, se determinó anticuerpos contra E. canis en 35 de 100 sueros analizados utilizando IFI; de ellos, 30 (85,7%) evidenciaron títulos bajos (1:64 a 1:256), mientras que en 5 (14,3%) se determinaron títulos altos (1:1024 a 1:8192). El 68.6% (24/35) de las muestras positivas correspondió al sexo femenino. En ambos sexos las edades coincidieron entre los 18 y los 35 años. Mediante PCR se detectaron 15 (5.3%) muestras de un total de 280 analizadas mediante dsb PCR como positivas. La secuenciación determinó en 10 muestras la presencia de E. canis.
Agradecimientos y colaboradores: Al Consejo Nacional de Rectores (CONARE), por aportar el financiamiento de la presente investigación (Fondos del Sistema), al Servicio Alemán de Intercambio Académico (DAAD) por la beca de estudio otorgada a Leyda Ábrego y Luis Romero, y al Programa de Ciencia y Tecnología para el Desarrollo (CYTED) por el apoyo brindado a la Red Iberoamericana para la Investigación y Control de las Enfermedades Rickettsiales (RIICER-CYTED). Un especial agradecimiento al Dr. Ganta, Dr. Labruna, Dr. Aguiar, y a todos los veterinarios que participaron en esta investigación.
1. Dumler JS, Barbet AF, Bekker CP, Dasch GA, Palmer GH, Ray SC, et al. Reorganization of genera in the families’ Rickettsiae and Anaplasmataceae in the order Rickettsiales: Unification of some species of Ehrlichia and Anaplasma, Cowdria with Ehrlichia and Ehrlichia with Neorickettsia, descriptions of six new species combinations and designation of Ehrlichia equi and ´HGE agent´as subjective synonyms of Ehrlichia phagocytophila. Int J Syst Evol Microbiol 2001; 51:2145-2165. [ Links ]
2. Ismail N, Bloch KC, McBride JW. Human ehrlichiosis and anaplasmosis. Clin Lab Med 2010; 30:261-92. [ Links ]
3. Rikihisa Y. The tribe Ehrlichieae and ehrlichial diseases. Clin Microbiol Rev 1991; 4:286-308. [ Links ]
4. Chen SM, Dumler JS, Bakken JS,
5. Rikihisa Y. New findings on members of the family Anaplasmataceae of veterinary importance. Ann NY Acad Sci 2006; 1078:438-445. [ Links ]
6. Breitschwerdt EB,
7. Woldehiwet Z. The natural history of Anaplasma phagocytophilum. Vet Parasitol 2010; 167:108-122. [ Links ]
8. Gaunt SD, Beall MJ, Stillman BA, Lorentzen L, Diniz PPVP, Chandrashekar R. Experimental infection and co-infection of dogs with Anaplasma platys and Ehrlichia canis: hematologic, serologic and molecular findings. Parasit Vectors 2010; 3:33. [ Links ]
9. Keefe TJ, Holland CJ, Salyer PE, Ristic M. Distribution of Ehrlichia canis among military working dogs in the world and selected civilian dogs in the United States. J Am Vet Med Assoc 1982; 181:236-238. [ Links ]
10. Pérez M, Rikihisa Y, Wen B. Ehrlichia canis-like agent isolated from a man in Venezuela: antigenic and genetic characterization. J Clin Microbiol 1996; 34:2133-2139. [ Links ]
11. Pérez M, Bodor M, Zhang C, Xiong Q, Rikihisa Y. Human infection with Ehrlichia canis accompanied by clinical signs in Venezuela. Ann NY Acad Sci 2006; 1078:110-117. [ Links ]
12. Ripoli CM, Remondegui CE, Ordonez G, Arazamendi R, Fusaro H, Hyman MJ, et al. Evidence of rickettsial spotted fever and ehrlichial infections in a subtropical
13. Calic SB, Galvao MA, Bacellar F, Rocha CM, Mafra CL, Leite RC, et al. Human ehrlichioses in
14. Labruna MB, McBride JW, Camargo LMA, Aguiar DM, Yabsley MJ, Davidson WR, et al. A preliminary investigation of Ehrlichia species in ticks, humans, dogs, and capybaras from
15.
16. Dawson JE, Biggie KL, Warner CK, Cookson K, Jenkins S, Levine JF, et al. Polymerase chain reaction evidence of Ehrlichia chaffeensis, an etiologic agent of human ehrlichiosis, in dogs from southeast Virginia. Am J Vet Res 1996; 57:1175-9. [ Links ]
17. Kocan AA, Levesque GC, Whitworth LC, Murphy GL, Ewing SA, Barker RW. Naturally occurring Ehrlichia chaffeensis infection in coyotes from
18. Dugan VG, Little SE,
19. Lockhart JM, Davidson WR,
20. McQuiston JH, Paddock CD, Holman RC, Childs JE. The human ehrlichioses in the
21. Keysary A, Amram L, Keren G, Sthoeger Z, Potasman I, Jacob A, et al. Serologic evidence of human monocytic and granulocytic ehrlichiosis in
23. Paddock CD, Childs JE. Ehrlichia chaffeesis: A prototypical emerging pathogen. Clin Microbiol Rev 2003; 16:37-64. [ Links ]
24. Ewing SA, Roberson WR, Buckner RG, Hayat CS. A new strain of Ehrlichia canis. J Am Vet Med Assoc 1971; 159:1771–1774. [ Links ]
25. Stockham SL, Schmidt DA and Tyler JW. Canine granulocytic ehrlichiosis in dogs from central
26. Buller RS, Arens M, Hmiel SP, Paddock CD, Sumner JW, Rikihisa Y. Ehrlichia ewingii, a newly recognized agent of human ehrlichiosis. N Engl J Med 1999; 341:148-155. [ Links ]
27. Liddell AM, Stockham SL, Scott MA, Sumner JW, Paddock CD, Gaudreault-Keener M. Predominance of Ehrlichia ewingii in Missouri dogs. J. Clin. Microbiol 2003; 41:4617-4622. [ Links ]
28. Ndip LM, Ndip RN, Esemu SN, Dickmu VL, Fokam EB,
29. Yabsley MJ, Varela AS, Tate CM, Dugan VG, Stallknecht DE, Little SE. Ehrlichia ewingii infection in White-tailed deer (Odocoileus virginianus). Emerg Infect Dis 2002; 8:668-671. [ Links ]
30. Harvey JW, Simpson CF, Gaskin JM. Cyclic thrombocytopenia induced by a rickettsia-like agent in dogs. J Infect Dis 1978; 137:182-188. [ Links ]
31. Hubalek Z. An annotated checklist of pathogenic microorganisms associated with migratory birds. J Wildl Dis 2004; 40:639-659. [ Links ]
32. Ogden NH, Lindsay LR, Hanincova K, Barker K, Bigras-Poulin M, Charron DF, et al. Role of migratory birds in introduction and range expansion of Ixodes scapularis ticks and of Borrelia burgdorferi and Anaplasma phagocytophilum in Canada. Applied and Environmental Microbiology 2008; 74:1780–1790. [ Links ]
33. Oteo JA, Brouquib P. Ehrlichiosis y anaplasmosis humana. Enferm Infecc Microbiol Clin 2005; 23:375-380. [ Links ]
34. Thomas RJ, Dumler JS, Carlyon JA. Current management of human granulocytic anaplasmosis, human monocytic ehrlichiosis and Ehrlichia ewingii ehrlichiosis. Expert Rev Anti Infect Ther 2009; 7:709-722. [ Links ]
35.
36. Johnson EM, Ewing SA, Barker RW, Fox JC, Crow DW, Kocan K. Experimental transmission of Ehrlichia canis (Rickettsiales: Ehrlichieae) by Dermacentor variabilis (Acari: Ixodidae). Vet Parasitol 1998; 74:277-288. [ Links ]
38. Anziani OS, Ewing SA, Barker RW. Experimental transmission of a granulocytic form of the tribe Ehrlichieae by Dermacentor variabilis and Amblyomma americanum to dogs. Am J Vet Res 1990; 51:929-931. [ Links ]
39. Ewing SA, Dawson JE, Kocan AA, Barker RW, Warner CK, Panciera RJ. Experimental transmission of Ehrlichia chaffeensis (Rickettsiales: Ehrlichieae) among white-tailed deer by Amblyomma americanum (Acari: Ixodidae). J Med Entomol 1995; 32:368-374. [ Links ]
40. Murphy GI, Ewing SA, Whitworth LC, Fox JC, Kocan AA. A molecular and serologic survey of Ehrlichia canis, E. chaffeensis, and E. ewingii in dogs and ticks from
41. Harrus S, Waner T, Aizenberg I,
42. Waner T, Harrus S. Canine monocytic ehrlichiosis. Recuperado el 16 de octubre de 2007, de http://www.ivis.org
43. Harrus S, Waner T, Bark H, Jongejan F, Cornelissen AWCA. Recent advances in determining the pathogenesis of canine monocytic ehrlichiosis. J Clin Microbiol 1999; 37:2745-2749. [ Links ]
44. Harrus S, Waner T, Mahan S, Bark H. Rickettsiales. En: Gyles CL, Prescott JF, Songer JG, Thoen CO. Pathogenesis of bacterial infection in animals. Blackwell Publishing,
45. Wilson JF. Ehrlichia platys in a
46. Arraga-Alvarado C, Palmar M, Parra O, Salas P. Ehrlichia platys (Anaplasma platys) in dogs from Maracaibo, Venezuela: an ultrastructural study of experimental and natural infections. Vet Pathol 2003; 40:149-156. [ Links ]
47. Krause PJ, McKay K,
48. Stuen S. Anaplasma phagocytophilum: the most widespread tick-borne infection in animals in
49. Kohn B, Galke D, Beeliz P, Pfister K. Clinical features of canine granulocytic anaplasmosis in 18 naturally infected dogs. J Vet Intern Med 2008; 22:1289-1295. [ Links ]
50. Carrade D, Foley J, Borjesson D, Sykes J. Canine granulocytic Anaplasmosis: a review. J Vet Intern Med 2009; 23:1129-1141. [ Links ]
52. Beaufils JP, Inokuma H, Martin-Granel J, Jumelle P, Barbault-Jumell M, Brouqui P. Anaplasma platys (Ehrlichia platys) infection in a dog in France: description of the case and characterization of the agent. Rev Med Vet 2002; 153:85-90. [ Links ]
53. Iqbal Z, Chaichanasiriwithaya W, Rikihisa Y. Comparison of PCR with other test for early diagnosis of canine ehrlichiosis. J Clin Microbiol 1994; 32:1658-1662. [ Links ]
54. Wen B, Rikihisa Y, Mott JM, Greene R, Kim HY, Zhi N, et al. Comparison of nested PCR with Immunofluorescent-antibody assay for detection of Ehrlichia canis infection in dogs treated with doxycycline. J Clin Microbiol 1997; 35:1852-1855. [ Links ]
55. Massung R, Slater K, Owens J, Nicholson W, Mather T, Solberg V, et al. Nested PCR assay for detection of Granulocytic Ehrlichiae. J Clin Microbiol 1998; 36:1090-1095. [ Links ]
56.
57. Neer TM, Breitschwerdt EB, Greene RT, Lappin MR. Consensus statement on ehrlichial disease of small animals from the infectious disease study group of the ACVIM. J Vet Intern Med 2002; 16:309-315. [ Links ]
58. Meneses A. 1995. Fist report of canine ehrlichiosis in
59. Rojas-Solano JR, Villalobos-Vindas J. Ehrliquiosis granulocitotrópica humana. Acta Med Costarric 2007; 49:121-123. [ Links ]
60. Hernández-de Mezerville V, Padilla-Cuadra J. Choque séptico por ehrlichiosis. Acta Med Costarrica 2007; 49:118-120. [ Links ]
61. Romero LE, Meneses AI, Salazar L, Jiménez M, Romero JJ, Aguiar DM, et al. First isolation and molecular characterization of Ehrlichia canis in Costa Rica, Central America. Res Vet Science 2011; 91:95-97. [ Links ]
62. Romero LE, Dolz G, Romero JJ, Meneses A, Jiménez M, Salazar L. Evaluación del diagnóstico de Ehrlichia canis mediante frotis sanguíneo y técnica molecular en perros de Costa Rica. Ciencias Veterinarias (en prensa). [ Links ]
63. Ábrego L, Dolz G, Romero JJ, Vargas B, Meneses A. Detección molecular de Anaplasma platys en perros de Costa Rica. Ciencias Veterinarias, 2009; 27:71-80. [ Links ]
64. Ábrego L, Jiménez AE, Romero JJ, Montenegro V, Pereira R, Salazar L, et al. Detección de Ehrlichia spp., Anaplasma platys y Borrelia burgdorferi s.l. en garrapatas colectadas de perros en Costa Rica. En: XV Congreso Nacional de Medicina Veterinaria “Salud Animal para el Bienestar Humano”, San José, Costa Rica, 18-20 noviembre, 2009. [ Links ]
65. Campos L, Dolz G, Salazar L, Romero JJ. Detección molecular del agente zoonótico Anaplasma phagocytophilum en muestras de sangre de perros y garrapatas de perros de Costa Rica. En: Segundo Congreso de Investigación de la Red Centroamericana de Exbecarios del DAAD para la Investigación, León, Nicaragua, 30 noviembre-2 diciembre, 2011. [ Links ]
66. Brenes Valverde D, Brenes Martínez S, Quirós Rojas I. Ehrliquiosis: Reporte de 2 casos. Revista Médica de Costa Rica y Centroamérica 2011; 598:315-318. [ Links ]
1Laboratorio de Entomología y Medicina Poblacional, Escuela de Medicina Veterinaria, Universidad Nacional, Costa Rica;
2Maestría en Enfermedades Tropicales, Posgrado Regional en Ciencias Veterinarias, Escuela de Medicina Veterinaria, Universidad Nacional, Costa Rica;
3Posgrado en Microbiología, Parasitología y Química Clínica, Universidad de Costa Rica, Costa Rica;
4Laboratorio de Parasitología, Escuela de Medicina Veterinaria, Universidad Nacional, Costa Rica. gabyd@una.cr